Mauricio Tardivo

Transcrição

Mauricio Tardivo

Tardivo M. – Dissertação de Mestrado
1.1. PESTICIDAS
A capacidade atual dos países desenvolvidos em produzir e colher grandes
quantidades de alimentos em áreas relativamente pequenas, com participação reduzida de
trabalho humano tem sido possível graças ao uso de pesticidas.
Os pesticidas são substâncias que podem matar diretamente um organismo
indesejável ou controlá-lo de alguma maneira. Todos os pesticidas químicos apresentam em
comum propriedade de bloquear processos metabólicos vitais nos organismos para os quais
são tóxicos [1,2].
Atualmente, o maior emprego dos pesticidas dá-se nas plantações de algodão, milho
e soja; e em grande parte das residências, encontra-se pelo menos um pesticida sintético [1].
As categorias de pesticidas são apresentadas na Tabela 1.
Tabela 1. Tipos de pesticidas mais usados e respectivos organismos-alvo [1].
Tipo de pesticida Organismo-alvo
Acaricida
Ácaros
Algicida
Algas
Avicida
Pássaros
Bactericida
Bactérias
Desinfetante
Microorganismos
Fungicida
Fungos
Herbicida
Plantas
Inseticida
Insetos
Larvicida
Larvas de insetos
Molusquicida
Caracóis, lesmas
Nematicida
Nematóide
Piscicida
Peixes
Raticida
Roedores
As três categorias mais produzidas (fungicidas, herbicidas e inseticidas),
representam em conjunto uma quantidade que se estima em torno de bilhões de
quilogramas usados na América do Norte. Nos Estados Unidos, metade do consumo
envolve a agricultura [1,2].
2
Laboratório de Química Ambiental IQSC-USP
1.1.1. História dos pesticidas
As primeiras substâncias a serem usadas como pesticidas na agricultura já eram
conhecidas há muito tempo, como cianetos, arseniacais, enxofre e compostos de cobre. No
Brasil, estes produtos também eram usados e após 1929 (quando se iniciou o predomínio de
algodão na região centro-sul, além do milho e da cana), os produtos mais usados eram os
sais de cobre e arsênio, enxofre e cal. Após a 2a Guerra Mundial, substâncias como o DDT
e o “BHC” passaram a ser importantes nas lavouras. No Brasil, as razões da introdução dos
inseticidas sintéticos foram o cultivo do café e algodão nos anos 40 e 50. Nas décadas
seguintes, a competição industrial e o aumento da resistência foram responsáveis pelo
progresso na síntese e produção de novos compostos
[2]
. A Tabela 2 mostra a participação
do Brasil na produção e consumo de pesticidas na segunda metade da década de 90.
Tabela 2. Produção nacional, importação, exportação e consumo aparente de
pesticidas pelo Brasil entre os anos de 1986 e 1990 [2].
Ano Produção nacional (t) Importação (t) Exportação (t) Consumo aparente (t)
1986
63101
19528
15638
66991
1987
66230
15657
10117
62770
1988
65303
13427
18751
59979
1989
60878
15437
13338
62977
1990
63713
13264
15374
61603
Dentre as classes de compostos químicos, os organoclorados foram inicialmente
usados em maior escala, sendo substituídos pelo organofosforados, carbamatos e
piretróides, além de derivados da triazina, da uréia e do ácido fenoxiacético [2].
1.1.2. Problemas no uso dos pesticidas
Mesmo que empregados de modo correto, os pesticidas podem causar problemas de
saúde pública ou ambiental. Uma possibilidade é a de causar desequilíbrio nos sistemas
ecológicos, favorecendo o ataque de pragas desconhecidas, além do efeito indesejado em
insetos polinizadores. Podem causar grande mortalidade de peixes e aves, que não são os
alvos originalmente visados. Isto ocorre, pois os rios, lagos e mares são contaminados pelos
pesticidas, que são levados pela lixiviação e pelo vento, a locais distantes do ponto de
aplicação.
3
A resistência a pragas é outro problema que exige aplicações de pesticidas em maior
quantidade, ou a troca de um pesticida por outro. Este fenômeno ocorre por seleção natural,
de maneira que um genótipo resistente de uma determinada espécie tenha maior freqüência
na população.
Um problema sério é a ocorrência de resíduos tóxicos nos alimentos, além da
persistência no ambiente, principalmente nos recursos naturais, que podem ser transferidos
destes para a biota [2].
1.1.3. Pesticidas clorados
Os pesticidas clorados são contaminantes onipresentes no ambiente, e devido a
lipofilicidade e persistência, acumulam-se na cadeia alimentar. A toxicidade dessa classe de
compostos vem do fato de serem estruturalmente diferentes das substâncias normalmente
encontradas na natureza e, portanto, alguns organismos contaminados não têm capacidade
de metabolizá-las, causando a acumulação [1].
Na exposição acidental de organoclorados em humanos, os sintomas observados
foram: irritabilidade, dor de cabeça e mal-estar, seguidos por tonturas, náuseas, vômitos,
colapsos, convulsões e coma [3,4].
Neste trabalho, os pesticidas clorados estudados foram o hexaclorobenzeno (HCB) e
os isômeros
e do hexaclorocicloexano (HCH).
1.1.3.1. Hexaclorobenzeno (HCB)
O hexaclorobenzeno (HCB), C6Cl6, é um composto estável, relativamente fácil de
preparar a partir de cloro e benzeno. Foi utilizado durante várias décadas após a Segunda
Guerra Mundial como fungicida seletivo de uso agrícola nas colheitas de cereais. Sendo
extremamente persistente, emitido como subproduto pela indústria química e por processos
de combustão, permanece como um agente causador de contaminação ambiental
amplamente difundido. É um agente problemático, pois pode causar câncer de fígado em
roedores de laboratório e, provavelmente, em seres humanos [5-7].
4
Apesar de o HCB ser muito solúvel em solventes orgânicos, como hidrocarbonetos
líquidos, ele é quase insolúvel em água, dissolvendo-se apenas 0,006 mg em 1,0 L de água
[5,6]
. As demais propriedades físico-químicas desse composto são apresentadas no Anexo.
A agência de proteção ambiental norte-americana (U.S. EPA) inclui o HCB na lista
de compostos pelos quais são estabelecidos os padrões de potabilidade da água; o nível
máximo permitido de contaminação é de 0,001 mg L-1, mesmo índice permitido no Brasil
[5,6]
.
A exposição humana habitual ao HCB não é tão grande para representar um risco
significativo à saúde, muito embora tenha sido estimado que 99% dos cidadãos norteamericanos apresentem níveis detectáveis do composto em sua gordura corporal
[1,5-7]
.A
Figura 1 apresenta a estrutura química do HCB.
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Figura 1. Estrutura química do hexaclorobenzeno (HCB).
1.1.3.2. Hexaclorocicloexanos (HCHs)
O
HCH
comercializado
é
uma
mistura
dos
isômeros
do
1,2,3,4,5,6-
hexaclorocicloexano (nome IUPAC), com os nomes Lindano, Hexaklor (Suécia),
Hexachloran (ex-URSS), além de outros (apresentados no Anexo). Por se tratar de uma
mistura, não possui propriedades físicas precisas. Alguns isômeros podem ser isolados por
processo de cristalização seletiva
[5,6,8]
. Os HCHs são inseticidas com ação sobre a derme
(contato), estômago e respiração, tendo um amplo espectro de uso sobre fitófagos, pestes de
epidemias e ectoparasitos. Pode ser também empregado em lavouras para o controle de
pestes como afídeos, larvas de coleópteros, dípteros e lepidópteros, além do tratamento de
sementes (em combinação com fungicidas). Compatível com muitos outros inseticidas e
fungicidas, não apresenta fitotoxicidade quando usado de maneira correta. Apresenta
hepato-, neuro-, e nefrotoxicidade em mamíferos, além de ter revelado potencial
carcinogênico e mutagênico em estudos in vivo e in vitro [8,9].
5
Os isômeros são produzidos pela cloração de benzeno na presença de luz
ultravioleta e apresentam grande estabilidade frente à luz, ar, altas temperaturas e ao meio
ácido. Em meio alcalino os HCHs sofrem desidrocloração
[5,6]
. Outras propriedades físico-
químicas do HCH são apresentadas no Anexo. A Figura 2 apresenta as estruturas químicas
dos isômeros de hexaclorocicloexano estudados neste trabalho.
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
(A)
Cl
(B)
Figura 2. Estrutura química dos isômeros de hexaclorocicloexano (HCH) estudados.
A: isômero . B: isômero .
6
1.2. BIFENILAS POLICLORADAS (PCBs)
1.2.1. Histórico
Bifenila policlorada é o termo dado à classe de compostos organoclorados resultante
da reação do grupo bifenila com cloro anidro
[1,10]
. Foram sintetizados por volta de 1800, e
sua produção em escala industrial iniciada em 1922
[1,10]
. As moléculas destes compostos
podem apresentar diversas substituições em relação à posição dos átomos de cloro e de sua
quantidade. A quantidade varia de 1-10 átomos, podendo ser obtidos até 209 congêneres
diferentes (Tabela 3). A nomenclatura para os congêneres considera a posição relativa dos
átomos de cloro na bifenila (Figura 3).
Tabela 3. Congêneres possíveis de PCBs, número de isômeros, massa molar e
porcentagem de cloro para os isômeros de PCBs [10].
Bifenila
Número de isômeros Massa molar (g mol-1)
Cloro (%)
Monocloro
3
188,7
18,8
Dicloro
12
223,1
21,8
Tricloro
24
257,5
41,3
Tetracloro
42
292,0
48,6
Pentacloro
46
326,4
54,3
Hexacloro
42
360,9
58,9
Heptacloro
24
395,3
62,8
Octacloro
12
429,8
66,0
Nonacloro
3
464,2
68,7
Decacloro
1
498,7
71,2
209
Dos congêneres possíveis, somente 130 podem estar presentes nas misturas
comercializadas, de acordo com a literatura [10]. No maior produtor mundial, EUA, os PCBs
eram fabricados pela Monsanto com o nome comercial de Aroclor. No Brasil, foram
comercializados com o nome de Ascarel [10].
7
Figura 3. Estrutura química básica da bifenila.
Em 1966 foram reconhecidos como contaminantes do ambiente, devido à sua
detecção quando se realizou determinação de resíduos de pesticidas organoclorados
[10]
.A
maior produção ocorreu no ano de 1970 (50 mil toneladas), sendo consumida em maior
parte pela indústria eletrônica
[10]
. Em 1978, surgiram as primeiras leis restringindo o uso
para trocadores de calor. Em 1983, foi publicada uma lei proibindo o uso no território
americano a partir de 1988. Devido ao grande número de congêneres, as formulações que
foram comercializadas constituem-se na mistura de compostos com número variado de
átomos de cloro. Nos Aroclor, a identificação é feita por quatro algarismos. Os primeiros
representam a estrutura central (bifenila, 12 átomos de carbono) e o restante representa a
porcentagem aproximada de cloro em massa [10].
A grande utilização dos PCBs deve-se às suas propriedades físico-químicas como
alta constante dielétrica e alta estabilidade química e térmica
[10,11]
, que são características
ideais para o emprego em diversos setores industriais. Estima-se que 40% de toda a
produção mundial acumulada desde 1920 tenham entrado para o ambiente
[10]
. No Brasil
não há registros de produção de PCBs, tendo-se apenas registros referentes à importação
via Alemanha e EUA. Em 1981, as restrições para o seu uso foram implementadas por
Portaria Interministerial que proíbe a fabricação, comércio, uso e descarte em cursos
8
d’água. Além disso, há instruções normativas da SEMA e ABNT, que disciplinam o
manuseio, armazenagem e transporte [10].
1.2.2. Produção dos PCBs
O aquecimento do benzeno a altas temperaturas pode romper as ligações carbono
hidrogênio. À temperatura de 750ºC, na presença de chumbo como catalisador, duas
moléculas de benzeno ligam-se para formar uma bifenila.
Se a bifenila reagir com cloro na presença de cloreto férrico, alguns de seus átomos
de hidrogênio são substituídos por átomos de cloro. Quanto maior a quantidade de cloro
presente e quanto mais tempo for dado à reação, maior será a extensão da reação de
cloração, em média. A reação produz uma mistura sólida ou líquida de muitos dos 209
congêneres da classe dos PCBs. Os congêneres puros não são isolados com finalidade
comercial, mas sim vendidas como misturas parcialmente separadas, sendo que o teor
médio de cloro varia de 21 a 68% [1].
1.2.3. Propriedades e usos dos PCBs
Os PCBs são solúveis em meios hidrofóbicos, tais como substâncias gordurosas e
são praticamente insolúveis em água. Tornaram-se atrativos comercialmente devido à
inércia química do líquido e à dificuldade de queimá-los, além da baixa pressão de vapor,
baixa constante dielétrica e produção relativamente barata. Tais propriedades fizeram com
que fossem empregados como fluidos refrigeradores em transformadores e condensadores
elétricos. Posteriormente foram usados como plastificantes, como solvente para reciclagem
de papel e como fluidos de transferência de calor em máquinas [1]. A Tabela 4 apresenta os
usos dos PCBs nas indústrias, por tipo de Aroclor®.
1.2.4. Ocorrência dos PCBs no ambiente
Devido ao seu amplo uso e à estabilidade, além da má disposição, os PCBs
tornaram-se contaminantes ambientais persistentes. Embora a produção na América do
Norte tenha sido finalizada em 1977, estas substâncias ainda permanecem em
9
transformadores elétricos em serviço. Antigamente, os transformadores que continham
PCBs eram esvaziados em aterros e seu conteúdo era escoado no solo. Pode-se dizer que os
PCBs foram emitidos para o ambiente durante a produção, uso, armazenagem e descarte [1].
As rotas de contaminação do ambiente por PCBs são [10]:
♦
vaporização de componentes contendo PCBs.
♦
acidente ou perda no manuseio.
♦
vazamentos.
♦
efluentes industriais.
♦
fumaça resultante da incineração de produtos contendo PCBs.
O destino final destes compostos é influenciado pelas propriedades físico-químicas:
lipofilicidade, pressão de vapor e solubilidade em água. Os congêneres menos clorados
apresentam maior solubilidade em água e pressão de vapor, em relação aos congêneres com
maior número de cloro, que possuem maior lipofilicidade. Estas diferenças nas
propriedades têm grande efeito no comportamento individual dos congêneres nos diferentes
compartimentos ambientais [10].
Tabela 4. Usos dos PCBs em relação ao tipo de Aroclor® [10].
Uso
Aroclor®
Adesivos
1221,1232,1242,1248,1254
Aditivo antichama
1254,1260
Bombas de vácuo
1248,1254
Capacitores
1221,1254
Fluidos hidráulicos
1232,1242,1248,1254,1260
Óleos de corte e lubrificantes
1254
Papel carbono
1242
Pesticidas (utilizado como conservante)
1254
Plastificante para borracha
1221,1232,1242,1248,1254,l268
Resinas plastificantes
1248,1254,1262,1268
Sistema de transferência de calor
1242
Transformadores
1242,1254,1260
Turbinas de transmissão a gás
1221,1242
10
1.2.4.1. PCBs nos seres vivos
A entrada de PCBs na cadeia trófica ocorre devido às suas propriedades físicoquímicas. Os PCBs podem passar por um processo de acumulação, que depende da
estrutura do contaminante, da lipofilicidade e da dinâmica da teia alimentar. O homem
sofre maior risco de exposição, por se situar no topo da cadeia trófica.
Quando presentes nos alimentos, os PCBs encontram-se em concentrações maiores
que 100 vezes em relação à água. Este acúmulo ocorre através de ingestão e contato direto
com a água, alimento ou sedimento contaminado. A razão de assimilação varia conforme o
número de átomos de cloro e sua distribuição na molécula. Os congêneres com menor
número de átomos de cloro são excretados mais rapidamente [10,11].
1.2.5. Efeitos tóxicos dos PCBs
Quando os PCBs foram considerados como poluentes, os efeitos tóxicos das
misturas foram analisados em peixes e no homem. Tais estudos demonstraram que a
contaminação pode alterar as funções reprodutivas, causar distúrbios na maturação sexual e
efeitos teratogênicos. Nos seres humanos as conseqüências de contaminação foram
estudadas em casos de acidentes e exposição. Foram observados os seguintes sintomas da
exposição: hiperpigmentação, cloracne, problemas oculares, incidência de mortes por
câncer de fígado e vesícula biliar [10].
1.2.6. Congêneres de PCBs estudados
Neste trabalho estudaram-se quatro congêneres de PCBs:
♦
2,4,5-triclorobifenila (congênere PCB-29).
♦
2,2’,4,6-tetraclorobifenila (congênere PCB-50).
♦
2,2’,3,3’,4,5’,6’-heptaclorobifenila (congênere PCB-188).
♦
2,2’,3,3’,4,5’,6,6’-octaclorobifenila (congênere PCB-200).
A Figura 4 apresenta as estruturas químicas dos congêneres de PCB 29, 50, 188 e
200.
11
Cl
Cl Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
PCB-29
Cl
Cl Cl
PCB-50
Cl
Cl
Cl Cl
Cl
Cl Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
Cl
PCB-188
PCB-200
Figura 4. Congêneres de PCBs estudados neste trabalho.
12
1.3. DETERMINAÇÃO DE PESTICIDAS E PCBS NO AMBIENTE
A estabilidade química de vários compostos sintéticos usados como pesticidas
tornou-se, em longo prazo, uma desvantagem. A concentração destes micropoluentes no
ambiente aumentou em uma razão maior que a taxa de degradação. Vários foram os estudos
[12-37]
que detectaram a presença em diversas matrizes (Tabela 5), não só dos compostos
sintéticos usados como pesticidas, mas também dos metabólitos, resultado da acumulação
em seres vivos e que são igualmente ou mais tóxicos.
Tabela 5. Matrizes ambientais estudadas e referência bibliográfica [12-37].
Matriz
Referência bibliográfica
Água
14,18
Alimentos (diversos)
34
Alimentos (frutos do mar)
36
Batata
26
Leite materno
21
Lixo orgânico
33
Lobos
35
Macroinvertebrados
23
Organismos bivalves
20
Peixes
13,17-19,24,25,28,37
Peles e couros comerciais
22
Plantas medicinais
27
Solo / sedimento
20,29-31
Soro humano
32
Tecido humano adiposo
12
Tomate
15
Vinho
16
Dentre as classes químicas de poluentes, os organoclorados propagaram-se pelo
globo
[38-64]
, por meio do ar e das correntes dos corpos de água, atingindo até as regiões
polares [1], o que pode ser observado na Figura 5.
13
Figura 5. Mapa do globo terrestre indicando os locais em que se relatou a presença de
compostos organoclorados e de outras classes em matrizes ambientais diversas [1,38-64].
O transporte dos organoclorados ocorre porque alguns compostos desta classe
volatilizam-se e agregam-se ao material particulado atmosférico, sendo assim carreados
pelo vento. Nas regiões onde altas temperaturas e chuvas fortes são comuns, a distribuição
destes compostos é relativamente facilitada. A Figura 6 apresenta as rotas de fluxo de
compostos organoclorados do material atmosférico para os ambientes aquáticos e seres
vivos que habitam estes locais [36].
As principais fontes de emissão dos compostos organoclorados em águas e solos são
por meio da lixiviação, de efluentes industriais e esgotos. Fatores como estrutura química,
solubilidade, pH e temperatura do meio determinam a permanência de cada poluente no
compartimento ambientala.
a
OTTAWAY H.J. Bioquímica da poluição, São Paulo, EDUSP, 1982. V.29 apud SANTOS S.
Determinação de PCBs em ambiente lacustre. São Carlos, 2000. Dissertação (Mestrado), Instituto de
Química de São Carlos, Universidade de São Paulo. 90p.
14
Figura 6. Fluxo de compostos organoclorados do ar para ambientes aquáticos e seres
vivos [36].
Os trabalhos publicados atualmente acerca de micropoluentes como pesticidas e
PCBs estão divididos em três linhas de estudo como:
♦
trabalhos cujo objetivo é determinar e quantificar o impacto em áreas de interesse, a
partir de um método de análise pré-estabelecido (exemplos: referências 14, 20, 21, 35).
♦
trabalhos com objetivo de testar e validar novos métodos de análise dos
micropoluentes a partir de diversas matrizes ambientais, tais como água, solo, sedimento e
peixes (exemplos: referências 15, 16, 22, 26 e 27).
♦
trabalhos a respeito do comportamento de pesticidas ou compostos derivados (tais
como metabólitos) em relação à luz ou em ambientes como diferentes tipos de solo ou
ainda em tecidos vivos, além de verificar as conseqüências de ordem endócrina ou
oncológica nos mesmos tecidos (exemplos: referências 22, 25, 30 e 37).
Os trabalhos da primeira linha de estudo mencionada utilizam, para análises
ambientais, metodologias analíticas que envolvem geralmente cinco etapas:
♦
amostragem: coleta e estocagem das matrizes.
♦
extração.
♦
“clean-up”.
♦
separação cromatográfica.
♦
quantificação dos analitos.
15
1.4. AMOSTRAGEM – MATRIZES AMBIENTAIS
A coleta de amostras é a primeira etapa no procedimento analítico. O objetivo é
coletar uma quantidade de amostra que seja representativa de uma população, contendo
todas as características aplicáveis a todo restante da mesma espécie ou do mesmo habitat. É
de suma importância manter a integridade da amostra desde a coleta até o local onde serão
efetuadas as análises.
Para o caso específico de insetos aquáticos e peixes, uma amostragem completa
deve conter os dados ambientais do local de coleta que são aplicáveis às matrizes em
questão [65], tais como:
♦
data, hora e local exato da coleta.
♦
eventos meteorológicos, como a ocorrência de chuvas, tempestades nas últimas 24
horas.
♦
condutividade.
♦
oxigênio dissolvido (OD).
♦
potencial hidrogeniônico (pH).
♦
temperatura.
♦
turbidez.
1.4.1. Parâmetros ambientais da água
1.4.1.1. Condutividade
A condutividade é a capacidade que a água tem de conduzir corrente elétrica. Este
parâmetro informa sobre a quantidade de íons dissolvidos presentes na água. Não determina
especificamente qual íon está presente, porém pode contribuir para o reconhecimento de
impactos ambientais decorrentes de despejos industriais, mineração ou esgoto, além da
capacidade de corrosão da água. A condutividade da água não só depende de suas
concentrações iônicas, mas também da temperatura [66].
16
1.4.1.2. Oxigênio dissolvido (OD)
O oxigênio é o mais importante dos parâmetros ambientais aquáticos, além da
própria água, pois é essencial ao metabolismo de todos os organismos que possuem
respiração aeróbia. Desta maneira, tanto as propriedades de solubilidade como dinâmica da
distribuição de OD nos ambientes aquáticos são essenciais para o entendimento da
freqüência, sobrevivência, comportamento, reprodução e crescimento da biota.
Nos ambientes aquáticos, a principal causa de redução de OD, além da respiração
contínua de plantas e animais, é a introdução de matéria orgânica em decomposição. A
oxidação deste material pelos microrganismos depende do OD. Um decréscimo na
concentração de OD pode prejudicar a reprodução, crescimento e sobrevivência das
populações de insetos aquáticos, peixes e outras espécies.
A temperatura pode contribuir para a redução de OD disponível. Um aumento na
temperatura, ao mesmo tempo em que reduz a solubilidade em oxigênio em água, causa
também aumento na taxa metabólica aumentando, assim, a demanda de oxigênio.
Os ambientes de água doce tropicais apresentam uma notável variação na
concentração de OD, havendo desde águas bem oxigenadas de rios com corredeiras até
águas anóxicas de lagos estagnados, que apesar disso, são habitat de um número
considerável de espécies de peixes com adaptações morfológicas e fisiológicas [66, 67].
1.4.1.3. pH
O pH é um importante parâmetro a ser considerado já que os organismos aquáticos
como os peixes estão adaptados a viver em condições neutras e variações bruscas neste
parâmetro podem resultar em mortalidade dos organismos. Valores extremos podem alterar
o sabor das águas e causar corrosão nos sistemas de distribuição [66].
1.4.1.4. Temperatura
As variações de temperatura fazem parte de um regime climático e as águas naturais
apresentam variações sazonais e diárias, além do fator profundidade. Uma elevação
anormal na temperatura da água pode ser decorrência de despejos industriais.
17
A temperatura desempenha um papel importante no meio aquático, influenciando
vários parâmetros como viscosidade, tensão superficial, compressibilidade, calor
específico, constante de ionização, condutividade térmica e pressão de vapor.
Os organismos aquáticos possuem limites inferiores e superiores de temperatura,
valores ótimos para o crescimento, imigração e desova [66].
1.4.1.5. Turbidez
Turbidez é a redução da transparência da água devido à presença de matéria em
suspensão.
As partículas em suspensão nas águas têm origem na degradação mecânica ou na
transformação química ou biológica dos materiais (argila, iodo, limo e plâncton) e possuem
conformação e tamanhos diferentes entre si, com tamanho oscilando entre 0,01-100
mícrons. Em equilíbrio com esses materiais particulados encontram-se substâncias
dissolvidas, causadoras da cor. Em geral, o aumento de sólidos em suspensão diminui a
transparência das águas. As partículas em suspensão na água encontram-se em constante
mobilidade devido a: turbulência, correntes de convecção no líquido e repulsão de cargas
elétricas presentes na superfície das partículas. Esta mobilidade mantém as partículas em
equilíbrio dinâmico, com as partículas menores tendendo a permanecer em suspensão e as
maiores a sedimentar lentamente.
A turbidez é avaliada a partir da medida da quantidade de luz refletida, dando a
ordem de grandeza dos sólidos em suspensão na amostra, mas não pode ser associada de
imediato a quantidade de sólidos.
A turbidez das águas foi por muito tempo considerada apenas como parâmetro
estético causador de rejeição do consumidor. Contudo, estatísticas foram realizadas em
diversas cidades e os dados quantificados entre concentração de cloro residual livre,
número de coliformes fecais, casos de hepatite e poliomielite, em função da turbidez da
água, mostraram correlação entre o parâmetro e a eficácia da desinfecção da água [66].
18
1.4.2. Matriz estudada I – insetos aquáticos
Os insetos constituem a maior classe dos artrópodes (animais com apêndices
articulados). O número de espécies de insetos é maior do que o número de todas as outras
espécies de animais juntas. São conhecidas por volta de 800 mil espécies [68]. As razões do
sucesso dos insetos são: (I) natureza da quitina, presente nos tecidos, que impermeabiliza,
protege e torna possível a evolução de apêndices articulados. (II) Alta especificidade da
dieta e de outras necessidades conforme as espécies. Como conseqüência, muitas espécies
podem viver na mesma área sem competir. Da mesma maneira, as formas larvais e adultas
tampouco competem. (III) Sistema nervoso, que possui um fino controle sobre os diferentes
apêndices e os muitos órgãos extremamente sensíveis. Morfologicamente, os insetos são
divididos em três partes (Figura 7): cabeça, tórax e abdome. Possuem três pares de patas,
um par de antenas (díceros) e um conjunto de peças bucais semelhantes ao da lagosta. Em
insetos mais primitivos, as peças bucais são usadas para prender e mastigar o alimento. Em
animais mais especializados, as peças bucais são usadas como órgãos de sucção, corte,
limpeza e perfuração.
Figura 7. Partes morfológicas principais do corpo de um inseto.
A maioria dos insetos adultos possui dois pares de asas, constituídas de folhas finas
e resistentes de quitina. Nas pulgas, por exemplo, as asas foram parcialmente ou totalmente
perdidas.
19
O sistema respiratório consiste numa rede de túbulos dos quais circula ar para os
vários tecidos do corpo, que recebem fornecimento direto de O2. Os movimentos
musculares no corpo melhoram ainda mais a circulação de ar.
Os insetos possuem tubo digestório revestido de quitina (um polissacarídeo), e o
estômago, situado geralmente no abdome, é o principal órgão de absorção. Os órgãos
digestórios possuem enzimas tão especializadas quanto as peças bucais e dependem da
natureza do alimento, que pode ser sangue, cereais, sementes, outros insetos, ovos, madeira,
lã e papel. A excreção é feita por túbulos presentes no abdome. Em muitos insetos, os
resíduos nitrogenados são eliminados na forma de cristais quase secos, o que promove
economia de água.
A maioria dos insetos tem etapas definidas de desenvolvimento. Durante o
crescimento, passam por uma série de mudas, até alcançarem o tamanho adulto. Quase 90%
dos insetos sofrem metamorfose tão completa que o animal adulto é totalmente diferente da
forma imatura. Essas formas são chamadas de larvas, embora sejam conhecidas como
lagartas ou taturanas, conforme as espécies. Depois do período de larva, o inseto sofre a
metamorfose completa do período chamado pupa. O inseto adulto surge dessa etapa [68,69].
1.4.2.1. Importância dos insetos aquáticos em análises ambientais
Os insetos aquáticos compõem um grupo ecologicamente importante. Fazem, na
cadeia trófica, ligação entre os produtores primários com os níveis superiores da cadeia, tais
como os peixesa. Muitas agências de fiscalização ambiental dos EUA utilizam os insetos
aquáticos em estudos de maneira rotineira, pois apresentam várias vantagens como
bioindicadores (organismos ou comunidades que reagem a alterações ambientais
a
BARBOUR M.T. et al. Rapid bioassesment protocols for use in streams and wade able rivers:
periphyton, benthic macro invertebrates and fish. (2.ed) EPA 841-BB-99-002. Office of Water,
Washington, D.C. USA apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com
o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São
Carlos, 2002. Tese (Doutorado). Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.
20
modificando suas funções vitais e / ou sua composição química e com isso fornecem
informações sobre a situação ambientala) tais como:
♦
pequena capacidade de migração podendo assim sofrer os impactos ambientais.
♦
grande diversidade de espécies e são abundantes, tornando a amostragem
relativamente mais fácil e barata.
♦
o fato de que muitas famílias desse grupo são intolerantes a mudanças ambientais.
♦
o grupo é formado por várias espécies que ocupam níveis tróficos diferentes, o que
pode fornecer informações acerca de efeitos acumulativos.
♦
muitas espécies de macroinvertebrados possuem um complexo ciclo de vida com
estágios que respondem imediatamente aos impactos ambientais.
1.4.3. Matriz estudada II – peixes
Os peixes são animais vertebrados de sangue frio extremamente adaptados ao
ambiente aquático (Figura 8). A maioria possui respiração branquial e corpo coberto de
escamas. Esta classe de animais representa o grupo mais antigo e diversificado dentre os
vertebrados (Figura 9). As espécies de peixes variam em formas e tamanhos, dependendo
do modo de vida de cada uma, de acordo com fatores como profundidade do habitat e tipo
de alimento [68].
Figura 8. Partes morfológicas principais de um peixe.
a
CUMMINGS K.W. Invertebrates. In: River Biota: Diversity and Dynamics. PETTS G., CALOW P.
Blackwell Science Oxford, p.75-91 apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a
relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento
sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São
Paulo. 272p.
21
A maioria das espécies vive em cardumes com dezenas ou até milhares de
indivíduos, sendo que outros desenvolveram hábitos solitários, defendendo um território.
Os peixes mais primitivos possuem pulmões. Nas espécies mais evoluídas estes
órgãos deram lugar à bexiga natatória, um importante órgão que regula a flutuação do
peixe. Neste longo tempo de evolução desde que surgiram na Terra, os peixes tornaram-se
aptos a viver em muitos ecossistemas aquáticos, desde riachos até em profundos oceanos.
São também encontrados em cavernas, fontes termais e ambientes de pH elevado, tais como
lagos alcalinos (pH > 8).
Os peixes de água doce surgiram a partir dos peixes marinhos, têm como habitat as
águas doces e a maioria vive nas regiões tropicais, representando cerca de 40% das espécies
25000
8500
10000
5000
0
peixes
aves
4500
15000
9500
nº de espécies
20000
21000
recentes.
répteis e mamíferos
anfíbios
vertebrados
Figura 9. Número de espécies de peixes comparado ao de outros vertebrados [68].
1.4.3.1. Importância dos peixes como bioindicadores: entrada e acumulação de
contaminantes
A ausência de peixes em qualquer ambiente aquático é, por muitas vezes, um
indicativo de que a água da localidade não está em condições satisfatórias, dependendo do
uso. A aplicação de pesticidas clorados na agricultura, que chegam aos ambientes aquáticos
através da lixiviação e acumulam-se nos animais, tem como conseqüência vários efeitos
22
sub-letais. A contaminação pode ocorrer diretamente, através da pele, das guelras e da
ingestão de água, ou indiretamente, pela cadeia alimentar. Os efeitos resultantes nos peixes
a esta exposição podem ser vários [70], tais como:
♦
degenerescência das células reprodutivas.
♦
disrupção endócrina.
♦
interferência na migração normal.
♦
interrupção no ciclo da vida devido à susceptibilidade das formas larvais.
O contaminante, uma vez absorvido pelo peixe, é transportado pelo sangue até um
tecido de acumulação, como os ossos, ou para o fígado, onde também ocorre acumulação
ou transformação (Figura 10). Se ocorrer transformação pelo fígado, pode ser excretado
pela bile, ou pode passar de volta para o sangue para possível excreção nos rins ou
brânquias ou, por fim, armazenado em tecidos extraepáticos como o adiposoa.
A concentração de contaminante em diferentes órgãos do peixe após a exposição ao
ambiente por um tempo depende, simultaneamente, de vários processos dinâmicos. A
concentração pode variar em ordens de magnitude de órgão para órgão.
a
Instituto de pesca / TECA / FUNDEPAG / SMA / BIRD, Relatório Final Projeto: Incentivo a atividades
econômicas não impactantes: Pesca e aqüicultura, 1998 apud PENTEADO J.C.P., VAZ J.M., O legado das
bifenilas policloradas, Química Nova, v. 24 n.3, 390-398, 2001.
23
Figura 10. Diagrama das possíveis rotas de contaminação pela corrente sangüínea de
um peixe [10].
A quantidade total de algum contaminante acumulada no órgão de um peixe é
determinada pelo balanço entre a taxa de entrada e a taxa de excreção. Quando a taxa de
entrada é maior que a taxa de excreção ocorre a bioacumulação (quando a procedência é a
água ou o meio) ou biomagnificação (quando há acúmulo do contaminante a partir da
ingestão de um ser vivo de nível trófico inferior). A bioacumulação ou a biomagnificação
de um composto em um organismo vivo é quantificada a partir do fator biológico de
concentração (BCF), que é dado pela Equação 1.
BCF =
C organismo
C água
(1)
Na qual Corganismo é a concentração do composto no organismo vivo e Cágua é a
concentração do composto na água.
24
Para o exemplo específico dos PCBs, o fator biológico de concentração aumenta em
relação ao grau de cloração do congênere, o que pode ser observado na Tabela 6.
Tabela 6. BCF para alguns PCBs em peixes (dados a partir de diversas espécies) [70].
PCB
BCF
Triclorobifenila
54
Tetraclorobifenila
460
Pentaclorobifenila 1510
Casos de bioconcentração e biomagnificação de pesticidas clorados e PCBs foram
verificados em cadeias alimentares em vários locais de estudo pelo mundo. A Figura 11
apresenta um exemplo de bioconcentração e biomagnificação de PCBs em espécies da
cadeia alimentar dos Grandes Lagos (América do Norte) [1].
1.4.3.2. Biotransformação dos contaminantes nos órgãos do peixe
A maioria da biotransformação de contaminantes orgânicos pelo peixe ocorre no
fígado. Trabalhos comparativos indicam que há uma grande variedade no modo de
metabolizar contaminantes em relação a cada espéciea.
Dados sugeriram que, dentro de cada espécie, idade e tamanho têm pouco efeito no
fator de bioacumulação. Porém, um aumento na temperatura aumenta o BCF em duas
vezes. Para um acréscimo de 10ºC e em ambientes com temperatura oscilante, a taxa de
entrada de xenobióticos é consideravelmente maior que em ambiente com temperatura
constante [70].
a
VEITH G.D., DEFOE D.L., BERGSTEDT B.V. Measuring and estimating the bioconcentration factor of
chemicals in fish, J. Fish Res. Bd. Can., 36, 1040, 1979 apud HEATH A.G. Water Pollution and Fish
Physiology, Boca Raton, CRC Press, 1987, 100p.
25
4,83
zo
op
0,0025
lâ
es
n
cto
pe
rla
n
no
ar
0,123
co
-ir
ís
tr u
ta
1,04
do
la
go
5
4,5
4
3,5
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
fit
o
pl
ân
cto
n
concentração (ppm)
organismos
Figura 11. Bioacumulação e biomagnificação de PCBs na cadeia alimentar aquática
dos Grandes Lagos [1].
Os órgãos do peixe são constituídos de diferentes tipos de tecidos, que podem
acumular diferentes níveis de contaminantes orgânicos. Por meio de estudosa,b verificou-se
que pentacloroenol e pentacloroanisol acumulam-se em maior quantidade no fígado e no
tecido adiposo, respectivamente, apesar de serem da mesma classe química dos
organoclorados.
A maioria das reações metabólicas tende a formar, a partir de um composto
lipofílico, compostos hidrofílicos ou mais polares
[70]
. Isto acentua a tendência de a
substância ser excretada e, ao mesmo tempo, reduz a afinidade dos contaminantes ao
plasma e a tecidos adiposo e protéico. Compostos hidrofílicos são, também, menos
permeáveis às membranas celulares.
a
GLICKMAN A.H., STOTHAM C.N., LEACH J.J. Studies and uptake metabolism and disposition of PCP
and PCA in rainbow trout, Toxicol. Appl. Pharmacol., 41, 649, 1977 apud HEATH A.G. Water Pollution
and Fish Physiology, Boca Raton, CRC Press, 1987. 100p.
b
DELFINO J.J. Toxic substances in Great Lakes, Environ. Sci. Tech., 513, 1462, 1979 apud HEATH A.G.
Water Pollution and Fish Physiology, Boca Raton, CRC Press, 1987. 100p.
26
1.5. EXTRAÇÃO DOS ANALITOS DAS MATRIZES
A objetivo da extração é “retirar” os analitos da matriz ambiental, utilizando
adequadamente solventes, gases ou fluido supercrítico, removendo os compostos de
interesse e co-extraindo o mínimo de possíveis interferentes.
Para a análise de micropoluentes como pesticidas e PCBs, a técnica de extração
ideal apresentam as seguintes características [71] tais como:
♦
alta seletividade.
♦
altos índices de recuperação.
♦
aplicabilidade na extração de várias classes de compostos e em diversos tipos de
matrizes.
♦
mínimo emprego de solventes caros.
♦
compatibilidade com qualquer instrumento de análise.
Não há, atualmente, técnicas de extração com todas essas características reunidas.
Algumas técnicas desenvolvidas nas décadas de 80 e 90 que utilizam como meio de
extração fases sólidas, gases, fluidos supercríticos e energia de microondas aplicáveis à
água e ao solo apresentam algumas das características citadas [71].
Na determinação de compostos organoclorados em matrizes biológicas como
insetos aquáticos e peixes utiliza-se geralmente a extração por Soxhlet, que é um sistema de
sifonamento que remove o extrato para o solvente que volta a ser refluxado. É um processo
contínuo, que pode levar algumas horas e que deve ser aplicado a analitos estáveis à
temperatura do solvente em uso. Esta técnica é clássica, possui altos índices de recuperação
[72]
e a instrumentação não é cara, havendo, no entanto, o problema de gasto de solvente. A
Figura 12 apresenta o esquema de um extrator Soxhlet mostrando o refluxo de solvente.
27
Figura 12. Esquema de um extrator Soxhlet mostrando o refluxo de solvente.
28
1.6. “CLEAN-UP”
O objetivo da etapa de “clean-up” é eliminar os possíveis interferentes co-extraídos
que possam dificultar a separação cromatográfica, além de prejudicar a coluna do
instrumento.
Na extração de material biológico, como insetos aquáticos e peixes, vários
compostos além de pesticidas clorados e PCBs são geralmente co-extraídos, tais como
lipídeos e compostos organossulfurados. A remoção de lipídeos pode ser realizada com a
adição de ácido sulfúrico concentrado ao extrato, que decanta a fração lipídica.
Para a remoção de outros compostos, o tratamento do extrato pode ser feito com
adsorção em coluna, com a utilização de material adsorvente como sílica, alumina e
Florisil® (mistura de dióxido de silício com óxido de magnésio
[73,74]
). A Figura 13
apresenta um esquema de “clean-up” de extrato realizado com adsorção em coluna de
vidro.
Figura 13. Esquema de “clean-up” de extrato realizado com adsorção em coluna.
Estudos [75] mostraram que o uso do produto comercial Florisil® na determinação de
pesticidas clorados e PCBs em material biológico teve melhor desempenho na remoção de
interferentes co-extraídos em relação a outros materiais adsorventes.
29
1.7. DETERMINAÇÃO CROMATOGRÁFICA
1.7.1. Conceito
A separação do analito de potenciais interferências é uma etapa importante do
procedimento analítico. Até a metade do século XX, as separações eram feitas por métodos
clássicos, tais como a destilação. A cromatografia é um poderoso método de separação com
aplicação em todos os ramos da ciência, compreendendo um grupo diversificado de
métodos que permitem separar componentes semelhantes de uma amostra [76].
1.7.2.Processo de separação
Em todas as separações cromatográficas, a amostra é transportada por uma fase
móvel (que pode ser um gás, um líquido ou fluido supercrítico). A fase móvel é forçada
através de uma fase estacionária colocada em uma coluna ou em uma superfície sólida. Os
componentes da amostra distribuem-se entre as fases móvel e estacionária. Os componentes
mais fortemente retidos na fase estacionária eluem de modo mais lento no fluxo da fase
móvel. O contrário ocorre com os componentes que se ligam de modo mais fraco na fase
estacionária. Como conseqüência das diferenças de mobilidade, os componentes da amostra
separam-se em bandas que podem ser analisadas qualitativa e quantitativamente
Figura 14 apresenta um esquema geral de separação cromatográfica.
30
[76,77]
.A
Figura 14. Mecanismo de separação cromatográfica de uma amostra com três
componentes [1].
1.7.3. Cromatografia em fase gasosa
Para a determinação de resíduos de compostos organoclorados em matrizes
ambientais, o modo cromatográfico mais utilizado é a cromatografia em fase gasosa (GC).
Na cromatografia em fase gasosa, o extrato da amostra é injetado e vaporizado no
topo da coluna. A eluição é feita por fluxo de um gás inerte que atua como fase móvel. Sua
única função é carregar os componentes do extrato da amostra através da coluna, pois o
processo de separação está baseado na diferença de volatilidade dos componentes da
amostra [76,77]. A Figura 15 apresenta as partes principais de um cromatógrafo a gás.
31
Figura 15. Partes Principais do cromatógrafo em fase gasosa.
1.7.4. Detecção por captura de elétrons
Em todo processo cromatográfico, no final da coluna onde ocorre a separação há um
detector específico para a determinação de um grupo de compostos. Para a determinação de
compostos organoclorados o detector de captura de elétrons é o mais utilizado pois possui
maior sensibilidade.
O princípio de funcionamento do detector de captura de elétrons (ECD) envolve
uma interrupção no fluxo de corrente no detector pela chegada de um composto que contém
átomos eletrofílicos na estrutura, como por exemplo, o cloro; a interrupção é a base do
sinal. A maioria dos detectores desse tipo possui uma peça radioativa de 63Ni colocada na
parede da câmara de detecção. O
partículas
63
Ni é um isótopo instável que emite continuamente
a uma taxa constante. Essas partículas colidem com algumas moléculas do gás
de arraste e formam uma nuvem de elétrons de movimento relativamente lento na câmara
de detecção. A corrente resultante é amplificada e gera um sinal uniforme que é enviado do
detector ao computador. O fluxo de corrente altera-se quando chega ao detector um analito
eletrofílico; o fluxo de corrente diminui, pois alguns dos elétrons são capturados pelos
átomos eletrofílicos do analito. Quanto maior a quantidade de analito que chega ao
detector, maior é a diminuição de corrente. O computador quantifica a diminuição e
relaciona o sinal do detector com a concentração de analito. A quantidade de cada analito
32
pode ser determinada com sensibilidade, repetibilidade e reprodutibilidade pelo ECD. A
Figura 16 exemplifica o funcionamento do ECD [1,78].
Figura 16. Esquema de funcionamento de um detector de captura de elétrons (ECD).
33
1.8. ÁREA DE ESTUDO – BACIA DO RIO BETARI, VALE DO RIBEIRA-SP
1.8.1. Alto Vale do Ribeira
O Alto Vale do Ribeira (Figura 17) é uma das últimas áreas do estado de São Paulo
não atingidas pelo grande desenvolvimento econômico verificado em outras regiões. Por
este motivo, esta área mantém atualmente parte de suas características originais,
apresentando uma grande concentração de cavernas, além de sítios arqueológicos e
paleontológicos de considerável interesse científico e turístico [79].
Figura 17. Localização do Alto Vale do Ribeira no sudoeste do estado de São Paulo e
malha rodoviária da região.
34
Uma parte remanescente da Mata Atlântica do estado de São Paulo situa-se nessa
área, abrigando espécies em risco de extinção, além de espécies frágeis, tais como as da
fauna cavernícola, extremamente adaptadas para esse meio [79].
O tipo de terreno predominante é o cárstico, adequado à mineração, abastecimento
de água e fornecimento de energia. Porém, é um terreno sensível podendo haver
desmoronamentos quando da utilização desses recursos disponíveis [79,80].
1.8.2.Rio Betari: características físicas
O Rio Betari é tributário do rio Ribeira de Iguape e localiza-se em sua parte alta, na
margem esquerda. É formado na união dos rios Betarizinho e Passa Vinte e sua nascente
encontra-se na serra de Paranapiacaba, próximo ao município de Apiaí. Com fortes
corredeiras e encachoeirado, percorre um longo “cânion” de aproximadamente 12 km
(Figuras 18, 19 e 20). Em seu baixo curso, formam-se um vale aberto e áreas de
sedimentação, próprios à agricultura e à ocupação humanaa. Em seus 25 km de
comprimento, atravessa o Parque Estadual Turístico do Alto Ribeira – PETAR, passa pelo
Bairro da Serra (município de Iporanga), atravessa grandes áreas com culturas e, por fim,
deságua no rio Ribeira de Iguape próximo ao centro do município de Iporanga, após
receber vários efluentes provenientes de distantes localidades.
A bacia do rio Betari localiza-se na província Costeira, na serra do Ribeira,
apresentando um relevo de serras alongadas e de topos íngremes (alta declividade)
[79]
. Há
mais de 200 cavernas catalogadas que apresentam enorme riqueza de formações, além do
grande porte. Há, ainda, abismos e cavernas verticais. O relevo local exibe vales encaixados
e paredões verticais de até 300 m de altura [79].
a
GT-PETAR – Centro Interdisciplinar de pesquisas, 1980. Alto vale do Ribeira. A necessidade de
preservação. Sociedade Brasileira de Espeleologia. 8p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari
(Iporanga-SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o
desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos,
Universidade de São Paulo. 272p.
35
1.8.3. Aspectos climáticos e fitogeográficos da região
No verão o clima é quente e úmido, sem ventos e abafado devido à grande
amplitude de altitude entre o fundo do vale e as serras. O inverno é rigoroso no alto da
serraa.
Pela classificação de Koeppen, o clima é úmido temperado sem estação seca
definida, com temperaturas médias anuais por volta de 18-19ºC. O mês mais quente é
janeiro (>22ºC). Nas regiões mais elevadas (> 700 m), o clima é considerado mesotérmico
úmido sem seca, com fevereiro sendo o mês mais quente [79].
Figura 18. Foto do Vale do Betari no sentido noroeste - sudeste.
a
SETZER J. 1966. Atlas climático e ecológico do estado de São Paulo. Comissão interestadual da
bacia do Paraná-Uruguai. São Paulo. 61p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga SP) e a relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o
36
O período entre outubro a março é considerado como chuvoso e de abril a setembro
como seco. A distribuição das chuvas e a variação da temperatura sofrem a influência das
massas de ar Tropical Atlântica e Polar Atlânticaa.
A região está situada entre os domínios de vegetação Tropical Atlântico e Planalto
das Araucárias. A mata é do tipo subtropical úmida perenifólia. Na parte superior da bacia a
mata é do tipo floresta ombrófita higrófita densa, apresentando considerável diversidade
além de madeiras de leib.
Toda a diversidade apresentada na parte média do vale é abrangida pelas diversas
unidades de conservação: APA Serra do Mar, Estação Ecológica Xitué, Parque Estadual
Carlos Botelho, Parque Estadual Intervales, Parque Estadual Jacupiranga, Parque Estadual
Turístico do Alto Ribeira [79].
A fauna é rica, com algumas espécies em risco de extinção e outras endêmicas.
Destaca-se, nessa região, a fauna proveniente do meio cavernícola, com espécies altamente
adaptadas morfológica e fisiologicamente para ocupar esse tipo de ambientec.
a
SALOUTTI ALLEGRINI C.Q. 1999. Gestão de programa de uso público do PETAR: um
estudo de caso de implantação sistema de cobrança de ingressos e serviços. Dissertação (mestrado) USP.
179p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a relação com o estado de
conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002.
Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo. 272p.
b
c
Secretaria do Meio Ambiente. Estado de São Paulo, 1998. Atlas das unidades de conservação do
estado de São Paulo. CPLA / SMA. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a
relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios para o desenvolvimento
sustentável. São Carlos, 2002. Tese (Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São
Paulo. 272p.
37
Figura 19. Foto do satélite LANDSAT do relevo da bacia do rio Betari apresentada no
trabalho de DOMINGOS [79].
38
Figura 20. Esquema da Bacia do rio Betari com os principais rios, córregos e pontos
de coleta de material biológico.
1.8.4.Histórico da ocupação humana no Alto Vale do Ribeira
No século XVII os europeus chegaram à baixada do Ribeira iniciando a ocupação
do vale. A primeira atividade econômica foi a mineração de ouro e o fluxo desta economia
realizava-se na cidade de Registro. No século seguinte, o fluxo de garimpeiros formou os
39
núcleos Apiaí, Iguape e Iporanga. Com a decadência da mineração, iniciou-se a atividade
da agricultura de subsistênciaa.
A mineração foi retomada a partir de 1939, com a extração de chumbo, ouro, zinco
e prata. Na mesma época, iniciou-se o turismo em cavernas. Em 1958, foi criado o Parque
Estadual Turístico do Alto Ribeira – PETAR, interrompendo a mineração e causando a
expropriação de trabalhadores rurais. Na década de 80, proibiram-se os desmatamentos
criando-se conflitos sociais devido à falta de alternativas de trabalho. Por fim, intensificouse a especulação imobiliária.
Devido à tradição mineraria, o vale sofreu impacto com a contaminação das águasb,
pois os resíduos das mineradoras atingiram os rios pela drenagem das águas da bacia.
Há áreas de cultivo em torno das margens (Figura 21) e a atividade pecuária não é
significativa.
Atualmente o crescimento do turismo sem planejamento é o que está trazendo riscos
para a região, sendo freqüente o despejo de esgoto a céu aberto ou nos córregos.
A maior concentração humana na região situa-se no Bairro da Serra e é neste local
que os turistas hospedam-se. A atividade de turismo auxilia na renda familiar da população
e alguns habitantes tornaram-se donos do próprio negócio, alugando quartos para os
turistas.
Em 1998, mais de 24 mil turistas visitaram o núcleo Santana. Porém, o crescimento
desta atividade está causando problemas como erosão, desmatamento e contaminação da
água [79].
a
MARINHO M.C. 1992. Contribuição à geomorfológica cárstica do vale do Betari, Iporanga, Apiaí São Paulo. Trabalho de graduação, USP, 73p. apud DOMINGOS M.D. Limnologia do rio Betari
b
40
Figura 21. Mapa da Bacia do rio Betari (2000) contendo a vegetação natural, zonas
agrícolas e concentração populacional, extraído do trabalho de DOMINGOS [79].
41
1.8.5. Parque Estadual Turístico do Alto Ribeira (PETAR)
Em 1958 o PETAR foi criado com o intuito de proteger a biodiversidade e o
patrimônio espeleológico. Abrange uma área de 35712 ha em um perímetro de 180 km.
Tendo 30 cavernas abertas à visitação pública. Em 1983, o parque foi devidamente
implantado, com a mobilização de ambientalistas, imprensa e pesquisadores. A Figura 22
mostra os limites do PETAR dentro do estado de São Paulo.
No período de 1985 a 1988 foram instalados os núcleos de visitação e fiscalização.
Em 1989 o núcleo Santana foi inaugurado e a cobrança de ingressos iniciou-se em 1992 [81].
Atualmente, o parque possui três núcleos de visitação com infra-estrutura,
recebendo por volta de 35 mil turistas por ano. Dentre os problemas enfrentados pelo
parque estão a extração de palmito, caça, desmatamentos e grilagem – problemas
constatados pela fiscalização do parque, além de pressão de mineradoras [79,81].
Figura 22. Mapa dos limites do PETAR contendo os principais rios em relação ao
estado de São Paulo.
1.8.6. Situação sócio-econômica atual da população (Bairro da Serra) [79]
Há hoje uma população residente no Bairro da Serra (concentração populacional na
Bacia do rio Betari) estimada em 400 pessoas, 65% homens e 35% mulheres e a maioria
42
(80%) nasceu no Bairro. Apresenta uma população jovem (Figura 23) sendo que
aproximadamente 30% não apresentam nenhum grau de escolaridade.
% (população)
4
acima de 66
18
41-65
24
22-40
25
13-21
29
0-12
Figura 23. Gráfico da faixa etária da população do Bairro da Serra, município de
Iporanga.
O abastecimento de água é feito na maioria das casas (80%) pela SABESP e o
restante usa água captada de cavernas ou de nascentes. Aproximadamente 80% das casas
lançam o esgoto em fossas. Por volta de 79% de todo o lixo das residências e
estabelecimentos vão para as coletas públicas.
Na questão de empregos, 50% da população trabalha sendo que 45% daquela fração
trabalha diretamente com turismo de várias formas (Figura 24).
diarista
prefeitura
guia/monitor
roça
pousada
% (população)
5,5
5,9
Atividades
diretamente ligadas
ao turismo.
12,4
15,3
17,3
44
outros
Figura 24. Ocupação da população economicamente ativa do Bairro da Serra,
município de Iporanga.
Para os moradores, a maioria considera que emprego, saneamento e saúde, nesta
ordem, são os fatores mais necessários para a melhoria da qualidade de vida no Bairro.
43
Na pesquisa em relação ao turismo, a maioria da população local considera o
turismo uma atividade que traz benefícios, e o mesmo ocorre com a criação do PETAR. A
maior parte da população acredita que a atividade do turismo não modificou o ambiente
embora parte considerável (20%) acredite que o turismo mudou o ambiente de modo
negativo.
Nas estalagens e pousadas não há controle no número de hóspedes, sendo que a
maioria destes estabelecimentos recebe grupos de estudantes em excursão.
Os principais locais de lazer da população são aqueles em que ocorre o encontro
com os turistas, tais como o PETAR, as cavernas e os rios (informações obtidas por meio
de comunicação direta com os habitantes).
44
♦
Verificar a presença de contaminantes organoclorados em espécies de insetos
aquáticos e peixes dos rios da bacia do rio Betari, município de Iporanga – SP.
♦
Relacionar os dados biométricos das espécies estudadas com o grau de
contaminação.
♦
Verificar os graus de contaminação entre diferentes pontos de coleta de amostras.
♦
Discutir as prováveis fontes de contaminação na área de estudo.
45
3.1. AMOSTRAGEM
3.1.1 Pontos de coleta
As amostras de insetos aquáticos e peixes foram coletadas em janeiro de 2003, com
auxílio de técnico especializado do Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva
(DEBE), da Universidade Federal de São Carlos (UFSCar), Sr. Airton Santo Soares. Todas
as amostras de peixes foram congeladas na hospedagem após as coletas e depois colocadas
em refrigerador no Laboratório de Química Ambiental (LQA) do Instituto de Química de
São Carlos (IQSC-USP), para posterior análise. As amostras de insetos aquáticos foram
colocadas em recipientes de plástico conservadas em solução aquosa de formol 10%. A
coleta e a seleção de todo material biológico obedeceram ao critério de disponibilidade nos
pontos citados. A Tabela 7 apresenta a descrição dos pontos de coleta.
Tabela 7. Pontos de coleta, respectiva localização e profundidade aproximada do
corpo d’água.
Ponto de
Descrição
Profundidade aproximada do
coleta
corpo d’água (m)
A
Rio Betari, abaixo dos limites do Bairro da
1,0
Serra.
B
Rio Alambari, próximo ao vale das
0,4
Orquídeas e ao encontro do rio Betari.
C
Córrego do Fria, próximo ao encontro do rio
0,5
Betari.
As Figuras 25 a 28 apresentam fotos tiradas dos pontos de coleta.
46
Figura 25. Foto do ponto A, em cima da ponte.
Figura 26. Foto do ponto A, na margem direita.
47
Figura 27. Foto do ponto B, sobre a ponte.
Figura 28. Foto do ponto C, córrego do Fria, sob a estrada, antes da ponte.
48
3.1.2.Determinação dos parâmetros ambientais da água (in situ)
As determinações dos parâmetros ambientais: condutividade, OD, pH, temperatura
e turbidez da água superficial foram realizadas nos locais da coleta com a utilização de um
aparelho Horiba Water Checker U-10, (Figura 29).
Figura 29. Aparelho Horiba Water Checker U-10 (foto ilustrativa).
49
3.2.MATERIAL BIOLÓGICO ANALISADO
Durante a coleta em janeiro de 2003 foram capturados vários exemplares de
diferentes espécies de insetos aquáticos e de peixes. Dentre tais espécies, três de insetos
aquáticos e quatro de peixes foram selecionadas para a análise. O critério de escolha foi a
quantidade disponível de cada espécie coletada. Uma breve descrição de cada grupo é feita
a seguir.
3.2.1.Hypostomus (cascudo) [67]
Hypostomus (Figura 30) é encontrado durante todo o ano. É um gênero que se
adapta muito bem às condições de cativeiro, sendo bastante resistente nesse ambiente em
relação à infecção de fungos e bactérias. Os representantes desse gênero são encontrados na
região tropical e subtropical da América do Sul, habitando freqüentemente riachos, rios,
alagados e até poços pobres em oxigênio dissolvido. Vivem em águas lóticas próximas de
cachoeiras e corredeiras, em locais com fundo pedregoso, adaptando-se a ambientes de
água represada. No Brasil há por volta de 54 espécies.
Figura 30. Perfis dorsal e lateral do Hypostomus plecostomus (cascudo).
50
Popularmente conhecido como “cascudo”, o Hypostomus plecostomus (Linnaeus,
1758), é um peixe de couro, amplamente distribuído na América do Sul, pertencente à
ordem Siluriforme e à família Loricariidae. Caracteriza-se por ter o corpo coberto por
placas ósseas e a boca ventral provida de um disco de sucção.
Esses peixes possuem respiração aérea acessória e utilizam o estômago e o intestino
como órgãos respiratórios auxiliares em meio pobre em oxigênio dissolvido.
Quando expostos ao ar, observa-se hematopoiese ativa, com a presença de muitas
células imaturas e ausência de alteração de compartimentos hídricos sugerindo adaptação
para sobreviver fora d’água caso ocorra desidratação.
Hypostomus possuem grande importância no sistema ecológico de seu habitat, pois
atuam no início da mineralização da matéria orgânica presente no lodo, tornando a
decomposição mais fácil pelos microrganismos e tornando mais rápida a reutilização dos
nutrientes. Desta maneira, contribuem para a depuração de compartimentos impactados
com poluição orgânica.
Em relação à pesca, são peixes de grande valor econômico e muito explorado nos
rios do estado de São Paulo.
Hypostomus são iliófagos e detritívoros. O gênero apresenta estômago relativamente
grande que sempre contém ar que pode ser usado na respiração. Somente uma pequena área
de sua cavidade digestiva possui glândulas para essa função. O alimento, composto por
partículas muito finas, é transportado em pequenas quantidades do estômago ao intestino,
que é relativamente longo.
3.2.2.Astyanax (lambari) [82-84]
O gênero Astyanax (Figura 31) corresponde a maior unidade taxonômica de seu
grupo (Tetragonopterinae). Possui um número muito grande de espécies, formando um
grupo complexo com formas relativamente próximas, de acordo com suas características
morfológicas. Somente em águas do Brasil foram consideradas cerca de 60 espécies e
subespécies. Possui forma elíptica com perfil superior arqueado e perfil ventral curvilíneo
do focinho até o ânus. Apresenta cor prateada e escamas ciclóides por todo o corpo. Na
cabeça, dorso e lábios apresenta cor verde-acizentada. As nadadeiras pares e a anal são
hialinas; a dorsal e caudal são amareladas.
51
Peixes deste gênero podem ser encontrados desde a fronteira México – Estados
Unidos até a Argentina. São conhecidos popularmente como lambaris no sul do Brasil,
piabas no sudeste e nordeste e matupiris na Amazônia. Tem pequeno valor comercial,
constitui um peixe fácil de ser limpo servindo bem para a culinária, preparado geralmente
frito.
Figura 31. Perfil lateral do Astyanax (lambari).
Muitos peixes deste gênero realizam anualmente a migração crescente (piracema),
fazendo a desova na dinâmica fluvial, em observações no rio Mogi-Guaçu – SP. Observouse em outros trabalhos desova total em um único ponto do rio. Pode também se reproduzir
em ambientes lênticos e devido a este fator (além de atingir tamanho adulto em pouco
tempo) apresenta “possibilidade de industrialização”, tal como as sardinhas. Tem como
hábito alimentar comer algas cianofíceas e insetos aquáticos, tais como coleópteros e
dípteros. Na cadeia trófica, é alimento importante para as espécies ictiófagas.
3.2.3.Pimelodus (mandi) [85]
Pimelodus (Figura 32) são peixes conhecidos pelo nome popular mandi. Têm como
habitat rios de água doce como os da bacia do Prata e do Amazonas, além de Peru, Bolívia,
Colômbia, Guianas e Venezuela. No Brasil, também ocorrem em São Paulo, Maranhão,
Ceará e Rio Grande do Sul.
Apresenta um corpo nu, pares de barbilhões, aberturas branquiais bem
desenvolvidas e com nadadeiras dorsal e peitoral precedidas de um acúleo. Algumas
espécies de Pimelodus podem atingir 50 cm de comprimento e 2,0 kg. As maiores possuem
a carne apreciada, na maioria das vezes preparada como um ensopado. Comercialmente,
52
Pimelodus é um dos principais peixes de pesca profissional e esportiva da bacia do rio São
Francisco.
Pimelodus apresenta amplo espectro alimentar. O registro do conteúdo
gastrintestinal revelou um gênero freqüentador de fundo, onívora e iliófaga ocasionalmente.
Sugeriu-se, ainda, que é um peixe transportador / preparador, considerando-o como um prémineralizador no ciclo da matéria no ambiente aquático.
Figura 32. Perfil lateral do Pimelodus (mandi).
Pimelodus é um gênero com pouca capacidade de ocupação de corpos d’água
diferentes daqueles usados para alimentação e reprodução. Mantém-se pouco ativa durante
quase todo ano, deslocando lentamente rio abaixo, sendo capaz de empreender marchas
súbitas rio acima e percorrer mais de 500 km. Observou-se em alguns trabalhos que o
período reprodutivo de Pimelodus é entre dezembro a fevereiro, no período de maiores
chuvas e com os rios acima do nível normal. Observou-se, também, que a desova ocorre
parcelada, isto é, desovas sucessivas em um mesmo período reprodutivo.
3.2.4. Corydoras (sarro ou sarrinho)a
Corydoras (Figura 33) é um gênero pouco estudado em relação aos gêneros já
mencionados. Atingem comprimento máximo de 9,8 cm e pode ser encontrado na América
do Sul, especificamente na costa do Rio de Janeiro até Santa Catarina. A espécie coletada
na bacia do Betari foi identificada como Corydoras barbatus (Quoy & Gainard, 1824). Não
se encontrou na literatura informações sobre os hábitos alimentares e reprodução, porém,
sua característica física indica que é um peixe mais ativo, em relação ao Hypostomus e
Pimelodus.
a
GARAVELLO J.C. – Comunicação pessoal. (2003)
53
Figura 33. Perfil lateral do Corydoras.
3.2.5.Insetos aquáticos
Coletaram-se três espécies de insetos aquáticos que costumam fazer parte do
espectro alimentar das espécies de peixes, principalmente de Astyanax [82]. As três espécies
foram identificadas (no nível taxonômico de família) pela Profa. Dra. Alaíde Aparecida
Fonseca Gessner, do Departamento de Hidrobiologia da Universidade Federal de São
Carlos (UFSCar). Os insetos coletados pertencem às seguintes ordens e famílias,
respectivamente: Hemíptera Gerridae (duas espécies) e Coleóptera Gerinidae (uma
espécie). A Figura 34 mostra as três espécies de insetos aquáticos coletadas.
54
Figura 34. Foto das três espécies de insetos aquáticos coletadas. (A) e (C) Hemiptera
Gerinidae, (B) Coleoptera Gerridae.
55
3.3.MATERIAL E REAGENTES
3.3.1.Reagentes
Todos os reagentes e padrões utilizados neste trabalho foram testados para verificar
a existência de contaminantes. A Tabela 8 apresenta os reagentes e padrões usados e
respectiva procedência.
Tabela 8. Reagentes e padrões utilizados neste trabalho e respectiva procedência.
Material ou
Especificações
Procedência
reagente
Sulfato de sódio
Anidro, reagente analítico
Mallinckrodt
granular.
Paris, Kentucky, USA.
®
Florisil
60-100 mesh.
Mallinckrodt
Ácido sulfúrico
98,1%
Mallinckrodt
Hexano
(85% n-hexano)
Mallinckrodt
Padrão HCB
99,0% de pureza.
Chem Service
West Chester, Pennsylvania,
USA.
Padrão PCBs
99,0% de pureza.
Chem Service
Padrão -HCH
99,0% de pureza.
Aldrich Chem CO.
Milwaukee, Wisconsin, USA.
97,0% de pureza.
Aldrich Chem CO.
Padrão -HCH
Extran®
MA 01 alcalino
Merck
Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
3.3.2. Limpeza do material
A vidraria usada foi previamente limpa com imersão em solução de detergente
Extran® por 24 horas e enxaguada três vezes em água corrente, três vezes com água
destilada e 1 vez com acetona. A secagem foi realizada em estufa (100ºC) por três horas
(com exceção do material volumétrico). Antes da utilização, realizou-se uma lavagem com
hexano.
56
3.3.3. Soluções padrão
As soluções padrão dos compostos organoclorados foram feitas a partir da pesagem
de 0,01 g de padrão sólido (levando-se em conta o teor de pureza especificado do padrão) e
dissolvida em hexano. A partir de uma solução de 10 mg L-1, obtiveram-se soluções de
menor concentração por diluição.
57
3.4. MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO
3.4.1. Linearidade dos compostos
A linearidade refere-se ao intervalo de concentração em que o composto mantém a
relação concentração / área do pico de detecção no cromatograma constante.
A partir de soluções padrão de diferentes concentrações, construíram-se as curvas
analíticas de cada composto organoclorado.
3.4.2. Sensibilidade: limite de detecção (LOD) e limite de quantificação (LOQ)
O limite de detecção (LOD) é a menor concentração de resíduo de pesticida em uma
matriz definida na qual a confirmação da detecção do analito pode ser alcançada utilizandose uma metodologia específica [86].
Limite de quantificação (LOQ) é a menor concentração de resíduo de pesticida em
uma matriz definida na qual a confirmação da detecção do analito e a medida quantitativa
podem ser alcançadas utilizando-se uma metodologia específica [86].
A partir das curvas analíticas de cada composto, LOD e LOQ foram calculados a
partir das equações 2 e 3.
LOD = 3,3
sd
(2)
S
LOQ = 10
sd
S
(3)
Termos das equações:
♦
sd = desvio padrão da menor concentração obtida.
♦
S = coeficiente angular da reta.
58
3.4.3. Avaliação do método
3.4.3.1. Coeficiente de recuperação do método para a extração dos analitos em insetos
aquáticos
Para a avaliação (recuperação) do método de extração dos analitos em insetos
aquáticos utilizaram-se 10,0 g de sulfato de sódio anidro como matriz e adicionou-se 1,0
mL de solução padrão de organoclorados (mistura dos compostos estudados) nas
concentrações 25, 50 e 100 g L-1. A matriz foi submetida ao procedimento analítico de
extração e quantificação em triplicata, e desta maneira determinou-se a porcentagem de
recuperação do método, desvio padrão e desvio padrão relativo.
3.4.3.2. Coeficiente de recuperação do método para a extração dos analitos em peixes
Para a avaliação (recuperação) do método de extração dos analitos em peixes
utilizaram-se 10,0 g de peixes fornecidos pelo Centro de Aqüicultura da Universidade
Estadual Paulista (UNESP), do campus de Jaboticabal – SP. Os peixes cedidos são do
grupo Astyanax (lambari), como pode ser observado na Figura 35. Esses peixes são
submetidos à alimentação controlada e são criados em cativeiro, com água livre de
contaminantes (a presença de contaminantes foi testada realizando-se uma análise dos
peixes cedidos).
Figura 35. Peixes do gênero Astyanax (lambari) fornecidos pelo de Centro de
Aqüicultura de Jaboticabal - UNESP.
59
À matriz biológica adicionou-se 1,0 mL de solução padrão de organoclorados
(mistura) nas concentrações 25, 50 e 100 g L-1. A matriz foi submetida ao procedimento
analítico de extração como descrito no item anterior.
3.4.4. Extração dos analitos das matrizes
Para a extração dos compostos organoclorados em insetos aquáticos e peixes (filé e
vísceras), utilizou-se o método descrito por SANTOS
[72]
e DEL GRANDE
[87]
, para
extração de organoclorados em sedimentos.
Os exemplares de peixes congelados permaneceram em temperatura ambiente até
completo degelo. Para a análise das matrizes utilizou-se a musculatura (filé) e as vísceras,
sendo desprezadas cabeça, cauda e nadadeiras ventrais e dorsais.
Separou-se entre 10,0 g de massa bruta da amostra e macerou-se até a
homogeneização. A massa homogênea foi colocada em cartucho (recipiente de amostra) em
sistema Soxhlet. À matriz foram adicionados 150 mL de solvente hexano (solvente
extrator). O procedimento de extração durou oito horas. Em seguida o extrato foi evaporado
a 15,0 mL em evaporador rotatório e guardado em frascos de vidro para a posterior
determinação de teor de lipídeos e tratamento ácido.
3.4.5. Determinação do teor de lipídeos nas amostras de peixes
Para a determinação do teor de lipídeos nas amostras de peixes utilizou-se uma
alíquota de 1,0 mL do extrato em recipiente que foi previamente pesado. O extrato foi
evaporado a 80ºC. Em seguida pesou-se o recipiente e determinou-se por diferença o teor
de lipídeos a partir do valor inicial da amostra [87].
3.4.6. Tratamento ácido e “Clean-up”
O extrato das amostras foi submetido a um tratamento ácido com a adição de 1,0
mL de ácido sulfúrico concentrado sob agitação para remoção dos lipídeos. Os lipídeos
decantam (Figura 36) e o sobrenadante é retirado com pipeta Pasteur.
60
Figura 36. Resíduo de tratamento ácido proveniente das amostras de peixes extraídas.
O procedimento de “clean-up” foi realizado com a aplicação de 1,0 mL de extrato
em uma coluna de vidro (1,0 cm de diâmetro) contendo 2,0 g de Florisil® e 1,0 g de sulfato
de sódio anidro. O extrato foi posteriormente eluído com 15 mL de hexano.
3.4.7. Determinações cromatográficas
Alíquotas de 1,0 mL dos extratos das amostras foram injetadas no cromatógrafo a
gás Hewlett-Packard 5890, série II, equipado com detector de captura de elétrons e injetor
split (Figura 37).
Figura 37. Cromatógrafo a gás Hewlett-Packard 5890, série II.
61
As condições de análise cromatográfica foram:
♦
temperatura do detector: 320ºC.
♦
temperatura do injetor: 270ºC.
♦
fluxo de gás de arraste (H2): 1,0 mL min-1.
♦
fluxo de gás auxiliar (N2): 1,0 mL min-1.
♦
injetor split 1:13.
♦
temperatura da coluna: início com 170ºC; 2ºC min-1 até 5 minutos; 10ºC min-1 até
15 minutos para PCBs. Início com 170ºC e 5ºC min-1 até 5 minutos para HCB. Início com
120ºC e 5ºC min-1 até 10 minutos para HCHs. Com esse procedimento, não houve coeluição dos compostos estudados.
♦
coluna cromatográfica: coluna capilar HP-5 (5% fenilmetilsiloxano); comprimento
30 m, diâmetro 0,32 mm, espessura do filme 0,25 m.
No início de cada análise cromatográfica esperaram-se quatro horas até completa
estabilização do sinal do instrumento. Após a injeção de uma amostra (em triplicata)
elevou-se a temperatura do forno a 280ºC para a limpeza da coluna cromatográfica, antes
da injeção de amostra subseqüente.
A identificação e atribuição dos picos dos cromatogramas foram feitas a partir da
comparação dos tempos de retenção dos padrões e, também, por adição de padrão (0,5 L)
à alíquota de 0,5 L do extrato da amostra.
3.4.8.Análise estatística dos dados obtidos
Para cada amostra realizou-se entre uma a três extrações, dependendo da quantidade
disponível de material biológico obtido nas coletas. A média amostral, o desvio padrão
amostral, desvio padrão relativo foram calculados por meio das Equações 4 e 5.
i=N
x=
i =1
N
(4)
62
i= N
s=
i =1
( xi − x ) 2
(5)
N −1
Para a apresentação dos resultados finais das determinações nas amostras aplicou-se
o teste t (Student) para verificar a faixa de valores em que a média populacional
situava-
se (Equação 6).
µ =x±
t×s
N
(6)
3.4.9.Descarte dos resíduos
Os resíduos tóxicos gerados em todos os experimentos foram acondicionados em
frascos de vidro, fechados e colocados em local apropriado, para posterior tratamento no
Laboratório de Resíduos Químicos (LRQ)† no campus da USP em São Carlos.
†
ALBERGUINI L.B.A.; REZENDE M.O.O.; SILVA L.C. Laboratório de resíduos químicos do
campus USP – São Carlos – resultados da experiência pioneira em gestão e gerencimento de resíduos
químicos em um campus universitário. Química Nova. v.26, n.2, p.291-295, 2003. Para maiores informações
ver em www.residuos.kit.net (novembro de 2003).
63
4.1.AVALIAÇÃO DO MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO
4.1.1.Curvas analíticas dos compostos organoclorados estudados
Para verificar a resposta do detector de captura de elétrons, fez-se as curvas
analíticas para todos os compostos organoclorados analisados, na faixa entre 5 e até 100 g
L-1, observando linearidade para todos. As Figuras 38 a 44 apresentam as curvas analíticas
para os compostos organoclorados estudados.
18000
16000
14000
área (unidades)
12000
10000
8000
6000
4000
equação da reta
área = 578,75 + 328,24[HCB]
R = 0,994
2000
0
-2000
0
10
20
30
40
-1
concentração (µg L )
Figura 38. Curva analítica para o HCB.
64
50
8000
7000
6000
área (unidades)
5000
4000
3000
2000
1000
equação da reta
área = -145,24 + 147,85[α-HCH]
R = 0,999
0
-1000
0
10
20
30
40
50
-1
Figura 39. Curva analítica para o -HCH.
4000
3500
área (unidades)
3000
2500
2000
1500
1000
equação da reta
área = 142,04 + 36,672[γ-HCH]
R = 0,996
500
0
-500
0
20
40
60
80
-1
Figura 40. Curva analítica para o -HCH.
65
100
8000
área (unidades)
6000
4000
2000
equação da reta
área = -27,977 + 155,37[PCB-29]
R = 0,999
0
0
10
20
30
40
50
-1
Figura 41. Curva analítica para o PCB-29.
35000
30000
área (unidades)
25000
20000
15000
10000
5000
equação da reta
área = 1163,4 + 337,24[PCB-50]
R = 0,991
0
-5000
0
20
40
60
80
-1
66
100
7000
6000
área (unidades)
5000
4000
3000
2000
equação da reta
área = 401,45 + 58,204[PCB-188]
R = 0,995
1000
0
0
20
40
60
80
100
-1
3000
2500
área (unidades)
2000
1500
1000
500
equação da reta
área = 6,9251 + 27,951[PCB-200]
R = 0,999
0
0
20
40
60
80
-1
67
100
4.1.2.Sensibilidade
A sensibilidade do detector cromatográfico é a relação entre a concentração do
composto analisado e o sinal gerado por ele. A avaliação da sensibilidade foi feita a partir
do cálculo de LOD e LOQ (equações 2 e 3). Os valores de LOD e LOQ para os compostos
organoclorados estudados são dados na Tabela 9.
Tabela 9. Valores de LOD e LOQ obtidos para os compostos estudados.
OC
LOD (ng g-1) LOQ (ng g-1)
HCB
0,39
1,17
-HCH
4,56
13,82
-HCH
1,06
3,20
PCB-29
4,67
14,17
PCB-50
1,49
4,51
PCB-188
2,14
6,47
PCB-200
1,98
6,02
Os valores de LOD e LOQ obtidos para os compostos estudados foram
considerados bons em relação aos encontrados na literatura
[65]
pesticidas clorados. Os valores citados seriam considerados altos
, especialmente para os
[87]
caso a análise fosse
realizada com água como matriz, devido à baixa solubilidade dos compostos em meio
aquoso (Anexo). Para a quantificação em matrizes biológicas, tais como peixes, os limites
alcançados foram considerados satisfatórios.
4.1.3.Eficiência do método (recuperação)
Na literatura não se encontrou nenhum trabalho que sugerisse algum material que
pudesse servir como matriz para um método de extração de pesticidas em insetos aquáticos.
SANTOS
[72]
utilizou sulfato de sódio anidro para avaliação do método de extração de
PCBs em sedimentos e moluscos.
O desvio padrão e o desvio padrão relativo foram calculados a partir das
concentrações obtidas. Realizaram-se três medidas para cada concentração (25, 50 e 100 g
L-1) totalizando, portanto, nove extrações. A Tabela 10 apresenta os valores de recuperação
obtidos para o método de extração de compostos organoclorados em insetos aquáticos.
68
Tabela 10. Porcentagem de recuperação dos analitos em diferentes concentrações e
respectivos desvios padrão, desvio padrão relativo e média, para o método de extração
em insetos aquáticos.
OC (%)
25
s
srel
50
s
srel
100
s
srel Média
-1
-1
-1
ng g
ng g
ng g
85,07
3,23
3,79
92,46
2,74
2,96
81,55
5,87
7,20
86,36
HCB
81,38
2,70
3,32
81,68
2,56
3,13
94,84
8,68
9,15
85,97
-HCH
70,96
3,09
4,35
70,39
0,35
0,50
93,56
9,56
10,22
78,30
-HCH
75,08
2,60
3,46 108,54
4,60
4,24 118,85 18,55 15,61 100,82
PCB-29
79,93
22,89
28,64
101,88
2,31
2,27
80,94
5,36
6,62
87,58
PCB-50
78,48
21,90 27,91 119,39 15,22 12,45 101,77 12,44 12,22
99,88
PCB-188
117,47
22,50 19,15 118,12 14,26 12,07
87,81
9,12 10,38 107,80
PCB-200
Os valores de recuperação do método foram considerados satisfatórios já que estão
na faixa de valores recomendada
[75]
pela Agência de Proteção Ambiental dos Estados
Unidos (US-EPA), que aceita recuperações na faixa de 70-120%, com desvio padrão
relativo máximo de 30%. No entanto, em alguns valores da literatura
[87]
os valores de srel
são considerados altos. Valores de recuperação acima de 100% são esperados devido ao
efeito matriz, que ocorre em colunas de GC e de fase líquida, quando repetidas as injeções
da amostra, que formam uma camada dos componentes da amostra no início da coluna e
introduzem uma nova “fase” na coluna, o que afeta o caráter de eluição e retenção dos
analitos em contato com esta fase, gerando alargamento dos picosa.
A avaliação do método de extração de compostos organoclorados em peixes foi
realizada com amostras de peixes fornecidas pelo Centro de Aqüicultura de Jaboticabal –
UNESP. O procedimento para a recuperação foi exatamente o mesmo empregado para o
método de extração em insetos aquáticos, fazendo-se o teste em três concentrações (25, 50
e 100 g L-1) e em triplicata. A Tabela 11 apresenta os valores de recuperação obtidos para
o método de extração de compostos organoclorados em peixes. Verificou-se se havia nas
amostras fornecidas a presença de contaminantes, realizando-se uma análise das mesmas
não sendo encontrado nenhum composto que pudesse interferir nos testes de recuperação
(cromatograma em Anexo).
a
BARKER S.A. Sorbent Technologies. In: Residues Analysis in food: principles and applications apud
DÓREA H.S., LANÇAS F.M. MSPD – técnica moderna para extração de resíduos de pesticidas. Caderno
UFS – Química e meio ambiente. 7-19. 2000 (?).
69
Tabela 11. Porcentagem de recuperação dos analitos em diferentes concentrações e
respectivos desvios padrão, desvio padrão relativo e média, para o método de extração
em peixes.
OC (%)
25
s
srel
50
s
srel
100
s
srel Média
-1
-1
-1
ng g
(%) ng g
(%) ng g
(%)
73,86
7,17
9,71
74,36
6,13
8,24
77,29 4,61 5,96
75,17
HCB
71,24
3,60
5,05
88,14
15,61
17,71
70,09
5,15
7,35
76,49
-HCH
72,46
13,67
18,87
70,31
1,38
1,96
73,13
5,94
8,12
71,97
-HCH
106,55
14,83 13,92
70,97
2,06
2,90
70,04 4,96 7,08
82,52
PCB-29
100,49
9,09
9,05
91,14
6,22
6,82
71,59
6,28
8,77
87,74
PCB-50
118,4
9,41
7,95 118,25 14,71 12,44 105,33 3,57 3,39 113,99
PCB-188
119,83
9,21
7,69 117,47 22,96 19,55 114,34 2,89 2,53 117,21
PCB-200
Na recuperação dos analitos para o método de extração em peixes os valores em
porcentagem foram considerados satisfatórios (dentro da faixa de 70-120%, como
mencionado anteriormente). Porém, o valor médio de recuperação para este método
(89,30%) foi menor que o valor médio apresentado na Tabela 10 (92,39%). Este resultado
era esperado devido à etapa adicional de remoção de lipídeos, na qual pode haver perdas
dos analitos. Os valores de desvio padrão relativo também estão dentro da faixa de valores
recomendada (<30%), porém são considerados altos se comparados com dados observados
na literatura
[87]
. Os altos valores de desvio padrão nas medidas estão associados a
problemas de sensibilidade do detector de captura de elétrons do instrumento
cromatográfico, que passou por várias sessões de manutenção durante o período de
pesquisa.
Dentre os analitos, o que apresentou menor valor de recuperação foi o -HCH
(78,30 e 71,97%, respectivamente), devido a uma maior instabilidade química em relação
aos outros compostos organoclorados estudados (fato observado no manuseio das soluções
padrão do composto). Observaram-se nestes testes alguns valores acima de 100%, que são
ocasionados pelo efeito matriz já mencionado.
Apesar dos testes de recuperação dos analitos em amostras de material biológico
terem apresentado menores valores em relação aos testes realizados com sulfato de sódio
anidro, a metodologia de extração e quantificação foi considerada viável devido à faixa de
resultados situar-se entre 70 e 120%.
70
4.2.COLETA DAS AMOSTRAS E BIOMETRIA
4.2.1.Descrição geral
Os dias que antecederam a esta amostragem foram tomados por chuva intensa,
causando problemas na locomoção na estrada que liga Apiaí a Iporanga. Os desmatamentos
na região e a chuva forte provocaram deslizamentos na encosta impedindo a passagem de
veículos e pedestres.
A primeira coleta ocorreu dia 27 de janeiro de 2003 às 23:30h, no rio Betari, interior
do Bairro da Serra (ponto A). O local é limite do PETAR, e o rio apresentava forte
correnteza devido às fortes chuvas da frente fria. Os peixes foram coletados com tarrafa na
margem direita do rio. Esta coleta foi realizada no período noturno para facilitar a coleta de
exemplares de hábito noturno, como o Pimelodus.
A segunda coleta realizou-se no dia 28 de janeiro de 2003 às 14:00h na
desembocadura do córrego do Fria, no rio Betari, próximo ao encontro com o rio Ribeira de
Iguape (ponto C). Naquele ponto o rio Betari apresentou forte correnteza devido às chuvas.
Havia grande quantidade de insetos aquáticos e outros representantes da fauna local. A
coleta de peixes foi realizada com tarrafa e a coleta dos insetos aquáticos com pequena rede
com cabo (buçá).
A terceira coleta realizou-se em riacho tributário do rio Betari, próximo à saída da
caverna Alambari de Baixo (ponto B). A coleta dos peixes foi realizada com tarrafa e rede
de arraste.
Em relação às coletas foram feitas as seguintes observações:
♦
em todos os pontos a água dos rios estava visualmente suja devido à intensa
lixiviação ocorrida nos dias anteriores.
♦
os três pontos de coleta foram os únicos disponíveis para a realização das coletas de
peixes devido à forte correnteza e ao alto nível das águas, impossibilitando o uso de redes
de espera para a coleta de espécies de peixes de porte maior.
O principal rio da região, Ribeira de Iguape, estava com 5,0 m acima do seu nível
normal, apresentando água com aspecto barrento devido à lixiviação e forte correnteza.
71
Este alto nível das águas foi verificado, também, no rio Betari, impossibilitando a coleta de
exemplares de peixes em pontos tradicionais de pesca do local.
4.2.2.Medida dos parâmetros ambientais da água (condutividade. OD, pH, temperatura e
turbidez) nos pontos de coleta
Em todos os pontos de coleta a água não apresentou sinais visuais de poluição, tais
como materiais flutuantes (como por exemplo, espumas não naturais), óleos ou graxas, ou
ainda, substâncias que caracterizem cor ou odor ou substâncias que formem depósitos
objetáveis.
As águas dos pontos de coleta analisados são regularmente utilizadas para diversos
fins, dos quais a recreação e esportes praticados por turistas. De acordo com a Resolução
CONAMA nº 20 as águas dos pontos de coleta analisados podem ser classificadas, em
relação ao seu uso, como água doce de Classes I e II, que são águas destinadas [88]:
♦
Ao abastecimento doméstico, após tratamento convencional;
♦
À proteção de comunidades aquáticas;
♦
À recreação de contato primário (natação e mergulho);
♦
À irrigação de hortaliças e plantas frutíferas;
♦
À criação natural ou intensiva (aqüicultura) de espécies destinadas à alimentação
humana.
As águas do rio Betari e afluentes são utilizadas para tais fins (com exceção do
último) e, portanto, devem apresentar resultados para se enquadrar nesta classificação. Para
as classes mencionadas os valores aceitáveis apresentados pela Resolução são dados na
Tabela 12 (na Resolução não são comentados dados a respeito de faixa de valores de
temperatura e condutividade).
Tabela 12. Valores aceitáveis na resolução nº 20 do CONAMA para OD, pH e
turbidez [88].
Classificação OD (mg L-1)
pH
Turbidez (UNT)
Classe I
>6,000
6,00-9,00
<40
Classe II
>5,000
6,00-9,00
<100
72
As medidas dos parâmetros ambientais (condutividade, OD, pH, temperatura e
turbidez) dos pontos de coleta são apresentadas na Tabela 13.
Tabela 13. Valores dos parâmetros ambientais da água medidos nos pontos de coleta.
Ponto de coleta
Condutividade
OD
pH Temperatura Turbidez
(mS cm-1)
(mg L-1)
(ºC)
(UNT)
Rio Betari, limite final do
0,106
8,930
9,06
22,7
5-10
parque (ponto A).
Rio Alambari (ponto B).
0,154
8,032
8,18
19,8
5-10
0,028
9,003
7,18
22,7
5-10
Córrego do Fria (ponto C).
Média
0,096
8,655
8,14
21,7
5-10
Em relação aos dados obtidos, verifica-se, em acordo com a Resolução CONAMA
nº 20, que as águas dos pontos de coleta estão em condições de pertencer às categorias de
águas doces de Classe I ou II, porém observados apenas os fatores medidos: características
visuais e de odor, OD, pH e turbidez. Apenas o valor de pH do rio Betari (9,06) foi
considerado acima do exigido para a classificação citada. O fato era esperado, devido à alta
concentração de carbonatos provenientes do material calcário das rochas que compõem a
estrutura geomorfológica da região [79], e como a extensão do rio Betari é maior em relação
aos outros rios, este recebe a maior carga proveniente da lixiviação. Dentre os valores de
temperatura apenas o obtido no ponto C (19,8ºC) foi considerado baixo (diferença de
2,9ºC) em relação aos outros pontos. Os valores obtidos de condutividade indicam que há
pouca concentração de íons dissolvidos em relação às áreas mais desenvolvidas
[87]
. A
concentração de OD foi considerada alta, sendo que em locais onde há despejo industrial
contendo matéria orgânica a concentração de OD é da ordem de 1,0 mg L-1 [87].
Os valores médios obtidos para os parâmetros (condutividade, OD, pH, temperatura
e turbidez), são considerados propícios para a manutenção da vida aquática; de insetos
aquáticos, peixes e outras espécies constituintes da rica fauna da região. Porém, é
necessário um monitoramento mais aprofundado, com medidas nas diferentes estações do
ano para um estudo mais conclusivo a respeito desses parâmetros.
73
4.2.3.Biometria do material biológico coletado
Várias espécies de insetos aquáticos foram encontradas no ponto C (córrego do
Fria), porém apenas três espécies foram encontradas em número conveniente para estudo. A
Tabela 14 apresenta os nomes sistemáticos (ordem e família), número de exemplares e
comprimento médio dos insetos aquáticos coletados.
Tabela 14. Nomes sistemáticos dos insetos aquáticos coletados no ponto C, número de
exemplares coletados e comprimento médio.
Ordem
Família
Nº de indivíduos coletados Comprimento
(cm)
Coleóptera Gerridae
10
1,0
Hemíptera Gerinidae (espécie maior)
7
2,2
Hemíptera Gerinidae (espécie menor)
28
0,8
Todas as espécies de insetos aquáticos coletados estavam concentradas na margem
do córrego do Fria, nadando sobre a superfície da água. A espécie que se conseguiu maior
número de exemplares foi a menor da ordem Hemíptera, com 28 indivíduos coletados.
Além de insetos aquáticos, o ponto C apresentou maior diversidade animal dentre todos os
pontos estudados, sendo coletadas várias espécies de peixes de pequeno porte e crustáceos.
Nos três pontos de coleta conseguiram-se ao todo quatro espécies de peixes
selecionados para estudo. O número de exemplares conseguidos em cada ponto de coleta e
a biometria de cada espécie (comprimento médio e massa média) são dados na Tabela 15.
Tabela 15. Número de exemplares de peixes coletados e dados biométricos.
Peixe
Número de Comprimento médio Massa média
exemplares
(cm)
(g)
Ponto A
Hypostomus
18
10,1
6,99
Astyanax
28
8,6
9,00
Pimelodus
8
10,0
8,10
Ponto B
Hypostomus
4
8,7
6,05
Astyanax
3
8,7
10,00
Pimelodus
5
8,5
4,43
Corydoras
12
5,5
2,54
Ponto C
Hypostomus
2
10,8
11,00
Astyanax
5
7,7
6,08
74
Os dados biométricos dos exemplares de peixes coletados nos três pontos não
apresentaram significativas diferenças biométricas. São considerados peixes de pequeno
porte que dificilmente são usados para pesca ou alimentação (com exceção do gênero
Astyanax). O ponto que apresentou maior abundância em quantidade de peixes foi o ponto
A, devido à maior extensão do rio Betari em relação aos outros pontos, sendo coletados ao
todo 54 exemplares de peixes. O ponto C, apesar de apresentar animais de outras classes e
filos, tais como os insetos aquáticos e crustáceos, apresentou a menor quantidade de peixes,
com apenas dois gêneros coletados em quantidades convenientes para estudo (Hypostomus
e Astyanax). O ponto B apresentou maior diversidade de espécies de peixes estudados
(quatro espécies). Somente dois gêneros (Hypostomus e Astyanax) foram coletados em
todos os pontos de estudo. Astyanax foi o mais coletado (36 exemplares). Hypostomus foi o
gênero que apresentou maior tamanho médio (9,87 cm), enquanto Astyanax apresentou
maior massa média (8,36 g).
Um importante dado biométrico a ser considerado quando se estuda a presença de
contaminantes organoclorados é o teor de lipídeos nos tecidos do material biológico.
Compostos organoclorados têm características lipofílicas e, devido a este fato, ocorre a
bioacumulação daqueles compostos nos tecidos que contêm lipídeos. O teor de lipídeos foi
medido nos gêneros coletados, em suas diferentes partes: musculatura (filé) e vísceras. A
3,47
2,94
3,55
1,76
4,00
2,97
teor de
lipídeos (%)
8,00
7,73
Figura 45 apresenta o teor de lipídeos encontrados nas amostras de peixes do ponto A.
vísceras
du
s
Pi
m
elo
As
ty
an
a
x
0,00
Hy
po
sto
m
us
filé
Figura 45. Teor de lipídeos nas amostras de peixes do ponto A.
75
Nas amostras de peixes coletados no ponto A, verificou-se que Hypostomus
apresentou maior teor de lipídeos tanto na musculatura quanto em sua parte visceral. Isto
ocorre pelo fato de que este gênero, dentre os três coletados, é o de menor mobilidade no
corpo d’água e, portanto, de metabolismo mais baixo com a tendência de acumular reservas
lipídicas
[67]
. Um resultado esperado é que em todos os gêneros o teor de lipídeos na parte
visceral é maior em relação à musculatura. Astyanax
[82]
apresentou o menor teor em sua
parte muscular por ser o gênero de maior mobilidade no corpo d’água; não é um peixe de
fundo, assim como o Hypostomus e Pimelodus. As amostras de peixes coletados no ponto
2,70
3,58
4,13
4,86
3,56
2,01
2,50
3,37
4,22
5,00
filé
vísceras
0,00
Hy
po
st o
m
us
As
ty
an
ax
Pi
m
elo
du
s
Co
ry
do
ra
s
teor de lipídeos
(%)
B apresentaram resultados semelhantes aos exemplares coletados no ponto A (Figura 46).
Figura 46. Teor de lipídeos nas amostras de peixes do ponto B.
Para as amostras de peixes coletados no ponto B Pimelodus apresentou maior média
de teor de lipídeos (4,49%), superando Hypostomus (3,79%), demonstrando que aquele
gênero de peixes possa ter maior mobilidade na bacia do Betari. Novamente, Astyanax
apresentou a menor média de teor de lipídeos (2,78%), mostrando novamente que é um
peixe mais ativo (de metabolismo mais rápido) em relação aos outros gêneros estudados.
Os valores de teor de lipídeos das amostras de peixes coletados no ponto C
(Hypostomus e Astyanax), são apresentados na Figura 47.
76
3,00
4,34
5,59
2,83
teor de
lipídeos
(%)
6,00
4,95
filé
vísceras
As
ty
an
a
Hy
po
st o
m
us
x
0,00
Figura 47. Teor de lipídeos nas amostras de peixes coletados no ponto C.
As amostras de peixes coletados no ponto C apresentaram a maior média de teor de
lipídeos dentre todos os pontos estudados. A este fato está relacionada a pouca vazão do
curso d’água no ponto exato de coleta (ambiente lêntico) e, também, pode estar relacionado
à maior disponibilidade de alimento (presença de insetos aquáticos), para o caso do
Astyanax, peixe que se alimenta geralmente de coleópteros e hemípteros
[82]
. Um resultado
singular apresentado na Figura 47 é um valor maior obtido de teor de lipídeos na parte
muscular do Hypostomus, em relação à sua parte visceral, indicando uma tendência própria
deste gênero de acumular reservas lipídicas para períodos de pouca disponibilidade de
alimento
[67]
. Comparando-se a média de teor de lipídeos obtida em cada ponto de estudo,
4,43
verifica-se outro resultado esperado, apresentado na Figura 48.
3
A
3,55
3,75
3,74
% de lipídeos
4,5
B
C
ponto de estudo
Figura 48. Valores médios de teor de lipídeos das amostras de peixes coletados nos
três pontos de estudo.
77
O maior valor da média de teor de lipídeos obtido foi justamente no ponto C, onde a
correnteza do curso d’água é menor em relação aos outros pontos (rio Betari e rio
Alambari). Os pontos A e B apresentaram valores semelhantes entre si, apesar de o rio
Betari (ponto A) ter uma vazão maior que o rio Alambari (ponto B), ambos os locais
estavam com a mesma velocidade de curso d’água, o que sugere os valores apresentados na
Figura 48. Fazendo-se a média das medidas por gênero usando-se todos os exemplares dos
3,58
3,14
2,70
2,20
3
3,82
3,01
5,63
4,81
3,98
% de lipídeos
6
3,54
4,17
3,86
três pontos, chega-se aos resultados apresentados na Figura 49.
filé
vísceras
média
H
A
yp
os
to
m
us
sty
an
ax
Pi
m
elo
du
s
Co
ry
do
ra
s
0
Figura 49. Média do teor de lipídeos na parte muscular e vísceras das amostras de
peixes dos três pontos de estudo.
Verifica-se que Hypostomus e Pimelodus possuem as maiores médias de teor de
lipídeos (4,81 e 3,86%, respectivamente) devido à característica já mencionada de
metabolismo mais baixo dos gêneros citados. DEL GRANDE [87], em seu trabalho na bacia
do rio Piracicaba, obteve valores entre 6-9% de teor total de lipídeos em quatro espécies
estudadas (dentre elas está Hypostomus, com aproximadamente 9% de teor de lipídeos),
porém, os peixes estudados neste trabalho tinham maior porte, o que explica os valores
menores obtidos no presente trabalho. CHAN et al
[52]
obteve teores de lipídeos de 14
espécies de peixes marinhos na faixa de 0,71-3,70% (região de Hong Kong). THOMPSON
et al
[20]
estudaram resíduos de organoclorados (PCBs e DDT) em animais bivalves na
França encontrando altos teores de lipídeos, na faixa de 6,0-8,6%. ZHOU & WONG
[13]
estudaram a bioacumulação de PCBs (provenientes de sedimentos) em tilápias obtendo-se
78
2,7-5,7% de teor de lipídeos. Nos trabalhos citados não se mencionou diretamente a relação
da concentração de compostos organoclorados detectados com o teor de lipídeos em cada
material biológico analisado, sugerindo que a bioacumulação de compostos organoclorados
seja conseqüência de fatores mais importantes, como o metabolismo da espécie, a natureza
do composto e as fontes contaminantes. O teor de lipídeos no material biológico é, nesses
casos, um fator secundário.
79
4.3.RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS
Nos estudos recentes acerca da presença de contaminantes organoclorados em
material biológico a classe de animais mais estudada é a dos peixes, pela sua importância
ecológica e devido ao consumo humano. Neste estudo verificou-se a presença dos
contaminantes organoclorados em todos os gêneros de peixes encontrados nos três pontos
de estudo.
Os cromatogramas das amostras de peixes apresentaram pouca quantidade de picos
interferentes, mostrando que as etapas de remoção de lipídeos com tratamento ácido e
“clean-up” com o produto comercial Florisil® e sulfato de sódio anidro foram bem
sucedidas.
Para a detecção dos contaminantes nas amostras estudou-se cada ponto de estudo
em separado. Cada extração contou com a utilização de partes teciduais de até cinco
exemplares (musculatura ou vísceras) de cada gênero.
4.3.1.Resíduos de compostos organoclorados nas amostras do ponto A (rio Betari)
O rio Betari apresentou a maior quantidade de peixes coletados e três gêneros
(Hypostomus, Astyanax e Pimelodus). As concentrações obtidas de contaminantes
organoclorados nas amostras dos peixes do ponto A estão na Tabela 16.
Tabela 16. Concentração de contaminantes organoclorados nas amostras dos peixes
do ponto A. t = 95%.
OC (ng g-1)
Hypostomus
Astyanax
Pimelodus
Filé
Vísceras
Filé
Vísceras
Filé
Vísceras
6,43±1,27
6,82±1,35
<LOQ
2,72±0,54
<LOQ
6,72±1,33
HCB
25,41±6,33
<LOQ
ND
<LOQ
ND
<LOQ
-HCH
121,09±27,01
91,57±21,94
13,50±3,23
85,11±20,39
61,90±13,83
66,93±13,03
-HCH
ND
ND
ND
<LOQ
ND
ND
PCB-29
ND
ND
ND
ND
ND
<LOQ
PCB-50
ND
ND
<LOQ
47,47±8,35
<LOQ
ND
PCB-188
<LOQ
25,07±7,56 19,41±5,86 159,50±48,12 78,60±23,71 42,06±12,69
PCB-200
25,07±7,56 19,41±5,86 206,97±56,47 78,60±23,71 42,06±12,69
PCB
80
A partir dos dados da Tabela 16 verifica-se que HCB, -HCH e PCB-200 foram
encontrados em todas as matrizes estudadas no ponto A. Os congêneres de PCB 29 e 50
foram detectados em apenas uma das seis matrizes. A maior concentração detectada foi do
composto PCB-200 (159,50 ng g-1) nas vísceras do Astyanax. Nesta matriz também foi
detectado o congênere 188 em concentração considerável (47,47 ng g-1). Outro dado é que
os peixes deste ponto de estudo acumularam contaminantes organoclorados em maior parte
nas vísceras, parte em foi determinado maior teor de lipídeos (Figura 45, página 76).
STEFANELLI et al
[89]
estudaram a presença de PCBs em peixes do mar Adriático, sendo
observado que PCBs com maior grau de cloração foram detectados em maior concentração
na maioria das determinações. Tais resultados são esperados devido ao maior fator de
bioconcentração dos congêneres de PCBs com maior grau de cloração (Tabela 6, página
25) e este fato foi confirmado observando-se as concentrações obtidas dos congêneres 188
e 200 nas vísceras do Astyanax. CALHEIROS
[90]
detectou, para uma espécie de peixe em
®
Barra Bonita – SP, congêneres do Aroclor 1260 na ordem de 900 ng g-1. DEL GRANDE
[87]
detectou, para uma amostra da bacia do rio Piracicaba – SP, 222,33 ng g-1do congênere
154. Os valores de concentração encontrados de PCBs no presente trabalho não eram
esperados, já que a área de estudo não possui fontes poluidoras prováveis de PCBs, como
regiões mais populosas e industrializadas. A detecção de pesticidas clorados era um
resultado esperado devido à prática agrícola presente nas proximidades do rio Betari [79]. No
trabalho de DEL GRANDE
[87]
, detectou-se HCB na ordem de 0,81 a 4,66 ng g-1 em
diferentes espécies de peixes e tais valores estão relativamente próximos dos valores
apresentados na Tabela 16.
4.3.2.Resíduos de compostos organoclorados nas amostras do ponto B (rio Alambari)
O rio Alambari apresentou a maior variedade de espécies de peixes, sendo
selecionados quatro gêneros para estudo (Hypostomus, Astyanax, Pimelodus e Corydoras).
As concentrações obtidas de contaminantes organoclorados nas amostras dos peixes deste
ponto são apresentadas na Tabela 17.
81
Tabela 17. Resíduos de compostos organoclorados quantificados nas amostras de
peixes do ponto B. t = 95%.
OC
Hypostomus
Astyanax
Pimelodus
Corydoras
(ng g-1)
Filé
Vísc.
Filé
Vísc.
Filé
Vísc.
Filé
Vísc.
1,75±0,34
ND
<LOQ
ND
ND
ND
<LOQ
ND
HCB
<LOQ
ND
ND
ND
ND
ND
ND
ND
-HCH
62,7±15,0 19,3±4,6 16,7±4,0
ND 10,7±2,5 20,3±4,8 21,3±5,1
ND
-HCH
ND
ND
ND
ND
ND
ND
ND
ND
PCB-29
<LOQ
<LOQ
ND
ND
ND
ND
ND
ND
PCB-50
ND
ND
ND
ND
ND
ND
ND
ND
PCB-188
<LOQ 22,4±6,8
<LOQ 10,0±3,0 17,7±5,4 16,9±5,1 12,8±3,9 12,2±3,7
PCB-200
Verifica-se, a partir dos dados da Tabela 17, que se detectaram compostos
organoclorados em menor quantidade de matrizes e também em menores concentrações em
relação aos dados obtidos no rio Betari (ponto A). Tal fato pode ser explicado pela
localização do rio Alambari, por se situar em ponto mais distante do Bairro da Serra e dos
locais de prática agrícola e, também, pelo fato do rio Alambari ser de menor porte em
relação ao rio Betari (rio principal). A maior concentração de composto organoclorado
detectado foi a do -HCH na parte muscular do Hypostomus (62,7 ng g-1), seguida de PCB200 nas vísceras do mesmo peixe (22,4 ng g-1). Verificou-se nas amostras deste ponto de
estudo a tendência de acumular os contaminantes na parte muscular (com exceção de HCH no Pimelodus), o oposto observado nas amostras do rio Betari. Este fato sugere que a
menor movimentação do corpo d’água neste curso faz com que os peixes acumulem
maiores reservas lipídicas (Figura 46) e, por conseqüência, maior acúmulo de
contaminantes na parte muscular dependendo da espécie.
4.3.3.Resíduos de compostos organoclorados nas amostras do ponto C (córrego do Fria)
O córrego do Fria foi o único local de estudo em que foi possível a coleta de
material biológico de diferentes filos (peixes e insetos aquáticos). As concentrações obtidas
de contaminantes organoclorados nas amostras de insetos aquáticos do ponto C são
apresentadas na Tabela 18.
Não se detectou qualquer contaminante organoclorado na massa biológica dos
insetos aquáticos coletados no córrego do Fria, sugerindo que as principais fontes de
contaminação das amostras de peixes sejam a água e o sedimento dos cursos d’água,
82
provocando o fenômeno de bioacumulação e não biomagnificação. Porém, deve-se
considerar que a massa coletada de insetos aquáticos não foi representativa, sendo
necessária uma coleta mais abrangente, em termos de biodiversidade em variados locais de
estudo.
insetos aquáticos coletados no ponto C.
Insetos aquáticos
OC (ng g-1)
Coleóptera Gerridae
ND
Hemíptera Gerinidae (espécie maior)
ND
Hemíptera Gerinidae (espécie menor)
ND
Apesar da diversidade de filos e classes, foi possível estudar-se apenas dois gêneros
de peixes (Hypostomus e Astyanax) no córrego do Fria. As concentrações obtidas de
contaminantes organoclorados nessas amostras são apresentadas na Tabela 19.
peixes coletados no ponto C. t = 95%.
OC (ng g-1)
Hypostomus
Astyanax
Filé
Vísc.
Filé
Vísc.
<LOQ 2,24±0,44 <LOQ 2,34±0,45
HCB
ND
<LOQ
ND
ND
-HCH
14,1±3,4
9,09±2,16
<LOQ
25,0±6,0
-HCH
ND
ND
ND
ND
PCB-29
ND
<LOQ
ND
ND
PCB-50
ND
ND
ND
ND
PCB-188
ND
4,9±1,5 <LOQ 49,9±15,1
PCB-200
Assim como ocorreu no rio Alambari, o córrego do Fria apresentou menos matrizes
nas quais se detectou a presença de contaminantes organoclorados. O motivo para este fato
deve-se, também, à localização do curso d’água, que está ainda mais distante da área
povoada e agrícola. A maior concentração obtida foi a do congênere de PCB-200 (49,9 ng
g-1) nas vísceras do Astyanax (tal acontecimento ocorreu, também, para a matriz
equivalente do ponto A). Verifica-se pelos resultados da Tabela 19 que os peixes desse
ponto têm a tendência a acumular contaminantes na parte visceral (como ocorrido no ponto
A e o oposto do ponto B), com exceção apenas do
-HCH, detectado em maior
concentração na musculatura do Hypostomus, sendo possível fazer uma relação com o
83
maior teor lipídico nesta parte em relação à sua parte visceral. Nota-se que os pesticidas
clorados aparecem mais freqüentemente que os PCBs . A grande concentração encontrada
de PCB-200 quando detectado, é devida ao seu alto BCF que é conseqüência do alto grau
de cloração do congênere.
4.3.4.Comparação dos resultados por ponto de estudo
Comparando-se os três pontos de estudo em separado fica evidente que o local mais
impactado é o rio Betari. Como já foi mencionado, o rio Betari possui a maior vazão de
água em seu curso e, portanto, é o principal rio da área. Além disso, passa pelo Bairro da
Serra e recebe praticamente toda a carga de lixiviação de sua bacia. Com essa carga, recebe,
também, agentes poluidores, tais como os compostos organoclorados. A comparação de seu
0
A
71
71
B
% OC analisados
concentração OC (ng/g)
15,37
50
18,83
50,61
100
100
impacto com as outras áreas de estudo neste trabalho, é apresentada na Figura 50.
C
pontos de estudo
Figura 50. Comparação entre os pontos de estudo, porcentagem de OC analisados que
foram detectados e concentração quando quantificados em cada ponto.
A partir da Figura 50 observa-se que, ao se distanciar da área povoada, o grau de
impacto diminui. Nos pontos B e C, a porcentagem de compostos organoclorados
detectados cai para 71% (100% para o rio Betari). No ponto B, a média da concentração de
organoclorados quantificados foi de 18,83 ng g-1 e o mesmo parâmetro medido no ponto C
(local de estudo mais distante da área povoada) teve o valor de 15,37 ng g-1 comprovando a
diminuição do grau de impacto.
84
4.3.5.Comparação dos resultados por gêneros de peixes coletados
A comparação dos resultados entre diferentes espécies estudadas é necessária para a
escolha do organismo bioindicador, isto é, aquela espécie que pode ser usada como
parâmetro para verificar o grau de impacto em uma determinada área de estudo []. A partir
dos dados obtidos dos gêneros de peixes coletados nos três pontos, comparou-se a média
das concentrações obtidas em cada parte do gênero. Os dados obtidos são apresentados na
30,1
vísceras
filé
vísceras
16,54
filé
25,59
filé
0
vísceras
25
34,71
47,64
50
38,58
concentração OC (ng/g)
Figura 51.
Hypostomus Astyanax Pimelodus
gêneros estudados
Figura 51. Média das concentrações dos compostos organoclorados em cada parte do
peixe.
A partir da Figura 51 observa-se que Astyanax e Pimelodus possuem a tendência de
concentrar compostos organoclorados na parte visceral, acompanhando o valor da
porcentagem de teor de lipídeos. Hypostomus foi exceção, obtendo-se maior concentração
dos contaminantes em sua fração muscular. Tal dado sugere que o metabolismo de
Hypostomus faz com que os contaminantes da classe dos organoclorados sigam o caminho
de armazenamento, passando do sangue para fígado e rins e acumulando-se na musculatura
(ver Figura 10, página 24). Esta tendência de Hypostomus vem da sua capacidade de
acumular reservas lipídicas para períodos quando há pouca disponibilidade de alimento,
como foi mencionado. Para Astyanax e Pimelodus a tendência também é a de acumulação,
85
porém os contaminantes passam do sangue para permanecer no fígado e nos rins, ou ainda,
serem excretados a partir do fígado. Astyanax é um peixe muito mais ativo, que procura
alimento em áreas bem maiores que Hypostomus. Pimelodus é um peixe de comportamento
intermediário, o que explica os valores apresentados na Figura 51.
A comparação dos resultados obtidos na determinação do teor de lipídeos nas
diferentes partes dos gêneros de peixes estudados com a média da concentração de
compostos organoclorados encontrados em cada parte mostra a tendência esperada das
propriedades lipofílicas destes contaminantes. Houve maior bioacumulação de OC nas
vísceras (valor médio final), parte em que houve maior teor médio de lipídeos, o que pode
ser observado na Figura 52.
vísceras
vísceras
filé
3,14
4,47
teor de lipídeos (%)
28,96
35,61
OC (ng/g)
filé
Figura 52. Comparação entre a média do teor de lipídeos nas diferentes partes dos
peixes estudados com a média da concentração de OC encontrada em cada parte.
Observa-se na Figura 52 que a razão entre os valores de compostos organoclorados
quantificados nas diferentes partes dos peixes estudados (1,23) é um valor relativamente
próximo à razão dos valores de teor de lipídeos entre as mesmas partes (1,42). Não se
encontrou na literatura comparação semelhante de valores. Isso mostrou que a tendência
geral entre os diferentes gêneros estudados é que haja maior acumulação de contaminantes
organoclorados na parte que contiver maior teor lipídico. Esta tendência não é aplicável
para a análise de uma única espécie ou gênero, já que isto depende do metabolismo de cada,
isto é, uma espécie ou gênero pode ter maior tendência de acumular contaminantes
organoclorados na musculatura, como ocorreu com Hypostomus, por exemplo.
86
Os valores verificados de alguns OC em peixes estão acima do que é permitido para
a adequada proteção da vida aquática e para o consumo humano. HCB não pode ser
detectado, enquanto o valor máximo total de PCBs para o organismo inteiro e úmido é 0,1
g g-1 ou 100 ng g-1[91], valor excedido no estudo das vísceras do Astyanax do ponto A (rio
Betari). Para -HCH, a Resolução CONAMA nº 20
[88]
, o limite máximo permitido em
-1
águas é 0,02 g L . Índices semelhantes para -HCH não foram encontrados na literatura.
As concentrações de contaminantes organoclorados que podem prejudicar o
organismo do peixe, trazendo-lhe entraves para a reprodução ou problemas de ordem
hormonal podem variar de espécie para espécie. Alguns dados da literatura [5] mostram que
a dose letal (LD50) em 96 horas de HCB em peixes varia de 0,05-0,20 mg L-1 dependendo
da espécie. Para -HCH, a toxicidade (LD50 em 96 horas) pode variar de 1,7-131,0 g kg-1
[5]
. Para PCBs, verificou-se alteração do metabolismo de trutas
marrons
[92]
em
-1
concentrações acima de 10,0 mg kg , valor bem acima dos encontrados no presente
trabalho, sugerindo que não possa haver problemas no metabolismo do material biológico
estudado. Porém, pode ocorrer a biomagnificação nos tecidos dos consumidores destes
peixes acarretando problemas de saúde para a população que, por ventura, possa consumilos.
4.3.6.Comparação dos resultados em relação aos compostos organoclorados estudados
Encontraram-se contaminantes organoclorados em 100% dos peixes estudados
5,26
PCB-29
15,79
PCB-188
21,05
PCB-50
HCB
0,00
-HCH
50,00
-HCH
31,58
68,42
84,21
89,47
100,00
PCB-200
% das matrizes
(Figura 53), revelando contaminação nos três locais de coleta de amostras.
Figura 53. Porcentagem dos compostos organoclorados encontrados.
87
PCB-200 foi detectado em mais de 89% das amostras, enquanto -HCH e HCB
foram encontrados em 84 e 68%, respectivamente. Os outros congêneres de PCB foram
detectados em menor quantidade de amostras, sendo que PCB-188 foi quantificado em
apenas uma única amostra (parte visceral do Astyanax do ponto A). A detecção de certos
congêneres de PCBs depende exclusivamente do tipo de Aroclor® usado (e / ou descartado)
nas regiões circundantes e do BCF de cada congênere. A tendência é que congêneres com
alto grau de cloração (como PCB-200) sejam encontrados em maior concentração em
relação aos congêneres de menor grau de cloração. Este fato ocorreu com a amostra de
Astyanax do ponto A, quando se encontrou uma concentração maior de PCB-200 em
relação a PCB-188. GREIZERSTEIN et al [21], avaliou níveis de PCBs e pesticidas clorados
em leite materno; dos congêneres estudados, os que mais contribuíram para o valor final da
contaminação foram: 153, 138, 180 e 118. DEL GRANDE
[87]
detectou os congêneres 5,
50, 154 e 200 nos peixes da bacia do rio Piracicaba – SP, sendo observado aumento da
concentração obtida do congênere de PCB com o grau de cloração em algumas amostras.
Em outros trabalhos, por exemplo, no de AHMED et al
[54]
, utilizam-se padrões de
Aroclor® (gerando até 15 picos no cromatograma, ou seja, 15 ou mais congêneres em cada
formulação), sendo apresentados resultados finais como a somatória da concentração de
todos os congêneres presentes na amostra. Como cada formulação de Aroclor® pode
apresentar mais que 15 congêneres, não é possível fazer uma correlação exata entre os
resultados obtidos das amostras para se saber à qual formulação de Aroclor® os congêneres
detectados pertencem. Porém, a detecção de octaclorobifenilas (como PCB-200) indica o
uso de Aroclor® 1260, já que naquela formulação predominam bifenilas com 7 e 8 átomos
de cloro na estruturaa.
Neste
trabalho,
as
concentrações quantificadas de todos os compostos
organoclorados estudados nas amostras de peixes foram comparadas, sendo que -HCH e
PCB-200 tiveram as maiores médias de concentrações. Compararam-se, usou-se os valores
de HCB, -HCH e PCB-200, já que estes foram detectados na maioria das matrizes
a
EISLER R. Polychlorinated biphenyls hazards to fish, wildlife, and invertebrates: a synoptic
review. Washington, US Fish and Wildlife Service, 1986. (Biological Report, 85:1.7) apud CALHEIROS
D.F. Ecotoxicologia de compostos organoclorados persistentes em um ecossistema eutrófico: represa de
Barra Bonita – SP. São Carlos, 1993. Dissertação (Mestrado). Escola de Engenharia de São Carlos.
88
estudadas. Os valores médios das concentrações obtidas dos compostos HCB, -HCH e
36,3
60
42,6
30
0
4,15
concentração
(ng/g)
PCB-200 são apresentados na Figura 54.
-HCH PCB-200
HCB
Figura 54. Valores médios das concentrações dos compostos HCB, -HCH e PCB-200.
-HCH foi encontrado na maioria das amostras em altas concentrações devido ao
seu provável uso em zonas agrícolas presentes na bacia do rio Betari. Seu isômero, -HCH,
foi detectado em algumas amostras, porém em menores concentrações. Tal fato deve-se à
formulação do inseticida
[5]
, já que mais de 90% compreende o isômero -HCH, tendo
como conseqüência maior facilidade em se detectar esse isômero em relação aos outros.
Esta regra nem sempre é aplicável, pois no trabalho de PANDIT et al
determinaram a presença dos isômeros , ,
e
encontrados em maior concentração os isômeros
[49]
, os autores
nos sedimentos da costa indiana, sendo
e
em relação à -HCH. A formulação
do inseticida pode variar consideravelmente de país para país, já que os fabricantes podem
ser outros.
O herbicida HCB foi detectado em mais de 68% das matrizes analisadas, mas em
concentrações bem menores se comparadas às obtidas para -HCH e PCB-200. Tais dados
podem sugerir menor uso desse pesticida em relação a -HCH na região, menor BCF deste
composto ou, ainda, a combinação dos dois fatores.
89
♦
A metodologia utilizada para a extração e quantificação dos compostos
organoclorados, HCB, HCHs e PCBs, mostrou-se satisfatória, com índices de recuperação e
desvio padrão relativo dentro da faixa de valores aceita internacionalmente.
♦
O procedimento para a remoção de interferentes que possivelmente poderiam co-
eluir com os analitos (tratamento ácido e “clean-up”) foram bem sucedidos, tendo como
resultado poucos interferentes nos cromatogramas.
♦
A utilização de amostras de peixes Astyanax do Centro de Aqüicultura de
Jaboticabal – UNESP, foi de grande valia para realizar testes de recuperação dos analitos de
matrizes biológicas.
♦
A coleta de insetos aquáticos foi insuficiente para se realizar um estudo mais
completo acerca dos impactos, sendo necessária uma coleta em maior quantidade e em
maior número de pontos de estudo.
♦
A coleta de peixes foi razoável, já que uma determinação satisfatória de compostos
organoclorados em peixes requer amostras de maior porte e também em maior quantidade,
para possibilitar também a análise de todas as espécies coincidentes na totalidade dos
pontos de estudo.
♦
Os resultados obtidos na determinação do teor de lipídeos das amostras de peixes
eram já esperados, tanto em relação ao gênero de peixe estudado, quanto à mobilidade do
curso d’água do qual a amostra era proveniente.
♦
Os resultados da determinação de compostos organoclorados nos diferentes pontos
de estudo (rio Betari, rio Alambari e córrego do Fria) indicam que o local mais impactado
está mais próximo à zona de atividade agrícola e da parte povoada da bacia do Betari e que
o grau de impacto diminui à medida em que se aumenta a distância desses locais. Em
algumas determinações, detectaram-se HCB, -HCH e PCB-200 acima do que é permitido
na legislação.
♦
A comparação dos resultados por gênero de peixe estudado mostrou uma tendência
geral do organismo do peixe em acumular contaminantes organoclorados na parte visceral,
parte esta que teve maior média de teor de lipídeos. A exceção foi o gênero Hypostomus,
que acumulou maior quantidade dos contaminantes na parte muscular (cuja média de teor
de lipídeos na musculatura foi a maior). A partir dessas comparações pode-se relacionar o
90
teor de lipídeos com a acumulação de compostos organoclorados, dependendo
primeiramente da espécie estudada e do local de onde se realizou a coleta da amostra.
♦
Dentre os gêneros de peixes coletados, o que apresenta maior potencial bioindicador
é o Astyanax, pois foi encontrado em todos os pontos estudados e em quantidade suficiente
para a avaliação.
♦
A avaliação geral do trabalho mostra que é necessário um estudo mais abrangente
da área da bacia do rio Betari, realizando coletas de amostra nos outros rios tributários do
Ribeira de Iguape e maior quantidade de amostras. Um dos pontos importantes deste
trabalho é que compostos organoclorados foram detectados em uma região primariamente
destinada ao ecoturismo. Porém, não se pode avaliar o impacto de toda uma bacia
hidrográfica apenas com os dados obtidos de amostras pouco representativas, à frente de
toda a fauna vivente da região. No entanto, fica um alerta.
91
PERSPECTIVAS DE TRABALHOS FUTUROS
♦
Relacionar os resultados obtidos neste trabalho com projetos paralelos acerca da
contaminação de compostos organoclorados nos recursos hídricos e do solo e sedimento da
região.
♦
Realizar novas coletas de material biológico em mais pontos de estudo e em outras
épocas do ano, para um estudo mais abrangente do impacto.
♦
Fazer determinações acerca da presença de metais pesados na biota, devido à
tradição mineraria da região.
92
ANEXO I: PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS E NOMES COMERCIAIS DOS
COMPOSTOS ESTUDADOS
Tabela 20. Propriedades físico-químicas do HCB [5].
HCB
Nome oficial (IUPAC)
Hexaclorobenzeno
Estrutura molecular
Fórmula molecular
C6Cl6
-1
Massa molar (g mol )
284,81
Forma física
Cristal sem cor.
Ponto de fusão (°C)
226
Ponto de ebulição (°C)
323-326
Estabilidade
Estável em meio ácido ou básico.
Solubilidade
Insolúvel em água, solúvel em benzeno, clorofórmio e éter
dietílico.
Toxicidade em peixes
0,05-0,20 mg L-1 (LD50 em 96 horas), dependendo da
espécie.
93
Tabela 21. Propriedades físico-químicas do -HCH [5].
-HCH
Nome oficial (IUPAC)
1,2,3,4,5,6-hexaclorocicloexano
Nome do isômero
1 ,2 ,3 ,4 ,5 ,6 -gama
Estrutura molecular
Fórmula molecular
C6H6Cl6
-1
Massa molar (g mol )
290,80
Forma física
Cristal sem cor.
Ponto de fusão (°C)
113-114
Ponto de ebulição (°C)
-
Estabilidade
Extremamente estável à luz, ar, temperaturas acima de
180ºC, ácidos.
Solubilidade
Água (7,3 mg L-1 a 25ºC), hexano, acetona (43,5 mg L-1),
metanol (7,4 mg L-1), etanol (6,4 mg L-1), benzeno (28,9
mg L-1), tolueno (27,6 mg L-1), xileno (24,7 mg L-1).
Toxicidade em peixes
0,16-0,30 mg L-1 (LD50 em 48h para espécies de pequeno
porte).
94
Tabela 22. Propriedades físico-químicas de algumas formulaçõesa de Aroclor®.
Propriedades
1242
1254 1260
Massa molar média (g mol-1)
261
327 372
Número de átomos de cloro
2-4
4-6
5-7
Grau de cloração (% em massa)
42
54
60
Solubilidade em H2O ( g L-1)
200-700 12-70 3-25
Pressão de vapor (10-4 mmHg, 20ºC)
9,0
1,8
0,9
Tabela 23. Nomes comerciais dos compostos estudados [93].
HCB
-HCH
Voronit C
Forlin
Pentachlorophenyl chloride
Inexit
Bunt-cure
Silvanol
Phenyl perchloryl
Kwell
Co-op hexa
Gammaphex
Anticarie
Lindaterra
Julin’s carbon chloride
Exagamma
Perchlorobenzene
Lovigram
No bunt 40
Lindagranox
Granox nm
Gallogamma
No bunt 80
Sanocide
Snieciotox
Smut-go
a
PCBs
Aroclor
Chlorextol
Clophen
Dykanol
Fenclor
Inerteen
Kanechlor
Monter
Noflamol
Pyralene
Santotherm
Sovol
Therminol
AFORDE S.A.L. Analysing PCBs. Environmental Science and Technology, 20 (12), 1194-1199, 1986
apud SANTOS S. Determinação de PCBs em ambiente lacustre. São Carlos, 2000. 90p. Dissertação
(Mestrado), Instituto de Química de São Carlos, Universidade de São Paulo.
95
ANEXO II: CROMATOGRAMAS
Figura 55. Cromatograma da solução padrão contendo os compostos organoclorados
estudados.
Figura 56. Cromatograma do extrato da amostra de Astyanax (CAU - Jaboticabal),
usado como branco.
96
1.
BAIRD C. Química Ambiental. 2.ed. Porto Alegre, Bookman, 2002. 622p.
2.
LARA W.H.; BATISTA, G.C. Pesticidas. Química Nova, v.15 n.2, p.161-166,
1992.
3.
INFORMAÇÕES TOXICOLÓGICAS: PESTICIDAS. Disponível em
<http://www.jaraguadosul.com.br/prefeitura/meioambiente/>. Acesso em 6 de
setembro de 2002.
4.
Fundação Nacional de Saúde (FUNASA). Internet, 2002. Disponível em <
http://www.funasa.gov.br/pub/GVE/GVE0515B.htm>. Acesso em: 3 de
setembro de 2002.
5.
TOMLIN C. (ed.) The Pesticide Manual. 10.ed. Farnham UK, Crop Protection
Publications, 1994. 555p.
6.
HARTLEY D.; KIDD H. The Agrochemicals Handbook. 2.ed. Nottingham, Royal
Society of Chemistry, 1987. 750p.
7.
SUWALSKY M.; RODRIGUEZ C.; VILLENA F.; AGUILAR F.; SOTOMAYOR
C.P. The pesticide hexachlorobenzene induces alterations in the human
erythrocyte membrane. Pesticide Biochemistry and Physiology, v.65, p.205214, 1999.
8.
BOLL M.; WEBER L.W.D.; STAMPFL A. The effect of -hexachlorociclohexane
(Lindane) on the activities of liver lipogenic enzymes and serum lipids in rats.
Naturforsch, v.50, p.135-140, 1995.
9.
CHOWDHURI D.K.; SAXENA D.K.; VISWANATHAN P.N. Effect of
hexachlorohexane (HCH), Its isomers, metabolites on Hsp70 expression in
transgenic Drosophila Melanogaster. Pesticide Biochemistry and Physiology,
v.63, p.15-25, 1999.
10.
PENTEADO J.C.P.; VAZ J.M., O legado das bifenilas policloradas. Química
Nova, v.24, n.3, p.390-398, 2001.
11.
WAID J.S., ed. PCBs and the Environment. Boca Raton, CRC, 1986. p.1.
12.
SMEDS A.; SAUKKO P. Identification and quantification of polychlorinated
biphenyls and some endocrine disrupting pesticides in human adipose tissue
from Finland. Chemosphere, v.44, p.1436-1471, 2001.
97
13.
ZHOU H.Y.; WONG M.H. Accumulation of sediment-sorbed PCBs in Tilapia.
Water Research, v.34, n.11, p. 2905-2914, 2000.
14.
DORES E.F.G.C.; FREIRE E.M.D.L. Contaminação do ambiente aquático por
pesticidas. Estudo de caso: águas usadas para consumo humano em Primavera
do Leste, Mato Grosso – análise preliminar. Química Nova, v.24 n.1, p.27-36,
2001.
15.
MORAES S.L.; REZENDE M.O.O. Análise de resíduos de pesticidas em tomates.
Química Nova, v.25, n.2, p.196-202, 2002.
16.
JIMENEZ J.J.; BERNAL J.L.; DEL NOZAL M.J.; TORIBIO L.; ARIAS E.
Analysis of pesticide residue in wine by solid-phase extraction and gas
chromatography with electron capture and nitrogen-phosphorus detection.
Journal of Chromatography A, v.919, p.147-156, 2001.
17.
SEEGAL R.F. Are the PCBs the major neurotoxicant in Great Lakes salmon?
Environmental Research, v.80, p.38-45, 1999.
18.
ZHOU H.Y.; CHEUNG R.Y.H.; WONG M.H. Bioaccumulation of organochlorines
in freshwater fish with different modes cultured in treated wastewater. Water
Research, v.33, n.12, p.2747-2756, 1999.
19.
FALK C.; HANRAHAN L.; ANDERSON H.A.; KANAREK M.S.; DRAHEIN L.;
NEEDHAM L.; PATTERSON Junior. D. Body burden levels of dioxin, furans,
and PCBs among frequent consumers of Great Lakes sport fish.
Environmental Research, v.80, p.19-25, 1999.
20.
THOMPSON S.; BUDZINSKI H.; GARRIGUES P.; NARBONNE J.F.
Comparison of PCB and DDT distribution between water-column and
sediment-dwelling bivalves in Arcachon Bay, France. Marine Pollution
Bulletin, v.38, n.8, p.655-662, 1999.
21.
GREIZERSTEIN H.B.; STINSON C.; MENDOLA P.; BUCK G.M.; KOSTYNIAK
P.J.; VENA J.E. Comparison of PCB congeners and pesticide levels between
serum and milk from lactating woman. Environmental Research, v.80, p.280286, 1999.
22.
FONT J.; MARSAL A. Determination of organochlorine pesticides in skins and
leather by gas chromatography. Journal of Chromatography A, v.811, p.256260, 1998.
98
23.
LEONARD A.W.; HYNE R.V.; LIM R.P.; CHAPMAN J.C. Effect of endosulfan
runoff from cotton fields on macro invertebrates in the Namoi River.
Ecotoxicology and Environmental Safety, v.42, p.125-134, 1999.
24.
HUGLA J.L.; THOME J.P. Effects of polychlorinated biphenyls on liver ultra
structure hepatic monooxygenases, and reproductive success in the barbell.
25.
POLEKSICH V.; KARAN V. Effects of trifuralin on carp: biochemical and
histological evaluation. Ecotoxicology and Environmental Safety, v.43,
p.213-221, 1999.
26.
NUNES G.S.; SANTOS T.C.R.; BARCELÓ D.; PIMENTA A.S.; RIBEIRO M.L.
Extração por fluido supercrítico de alguns inseticidas carbamatos em amostras
de batata, com determinação por HPLC / fluorescência e confirmação por
HPLC / espectrometria de massas. Química Nova, v.25, n.2, p.214-220, 2002.
27.
LINO C.M.; SILVEIRA M.I.N. Extraction and clean-up methods for the
determination of organochlorine pesticide residues in medicinal plants. Journal
of Chromatography A, v.769, p.275-283, 1997.
28.
SWEET L.I.; PASSINO D.R.; MEIER P.; OMANN G.M. Fish thymocite viability,
apoptosis and necrosis: in-vitro effects of organochlorines contaminants. Fish
and Shellfish Immunology, v.8, p.77-90, 1998.
29.
KRAUSS M.; WILCKE W.; ZECH W. Polycyclic aromatic hydrocarbons
polychlorinated biphenyls in forest soils: depth distribution as indicator of
different fate. Environmental Pollution, v.110, p.79-88, 2000.
30.
JAVARONI R.C.A.; LANDGRAF M.D.; REZENDE M.O.O. Comportamento dos
herbicidas atrazina e aloclor aplicados em solo preparado para o cultivo da cana
de açúcar. Química Nova, v.22, n.1, p.58-65, 1999.
31.
YING G.G.; WILLIAMS B. Laboratory study on the interaction herbicides and
sediments in water systems. Environmental Pollution, v.107, p.399-405, 2000.
32.
LINO C.M.; AZZOLINI C.B.F.; NUNES D.S.V.; SILVA J.M.R.; SILVEIRA
M.I.N. Methods for the determination of organochlorine pesticides residues in
human serum. Journal of Chromatography B, v.716, p.147-152, 1998.
33.
TAUBE J.; VORKAMP K.; FÖRSTER M.; HERMANN R. Pesticide residues in
biological waste. Chemosphere, v.49, p.1357-1365, 2002.
99
34.
SCHENK F.J.; LEHOTAY S.J. Does further clean-up reduce the matrix
enhancement effect in gas chromatographic analysis of pesticide residue in
food? Journal of Chromatography A, v.868, p.51-61, 2000.
35.
GONZÁLEZ-BARROS S.T.C.; PIÑEIRO M.E.A.; LOZANO J.S.; YUSTY M.A.L.
Organochlorine pesticides in wolves from Galicia. Ecotoxicology and
Environmental Safety, v.45, p.247-252, 2000.
36.
SMITH A.G.; GANGOLLI S.D. Organochlorine chemicals in seafood: occurrence
and health concerns. Food and Chemical Toxicology, v.40, p.767-779, 2002.
37.
BISSON A.; HONTELA A. Cytotoxic and endocrine-disruspting potential of
atrazine, diazinon, endosulfan, and mancozeb in adrenocortical steroidogenic
cells of rainbow trout exposed in vitro. Toxicology and Applied
Pharmacology, v.180, p.110-117, 2002.
38.
BAYARRI S.; BALDASSARRI L.T.; IACOVELLA N.; FERRARA F.; DI
DOMENICO A. PCDDs, CDFs, PCBs and DDE in edible marines species from
Adriatic Sea. Chemosphere, v.43, p.601-610, 2001.
39.
TORRES J.P.M.; PFEIFFER W.C.; MARKOVITZ S.; PAUSE R.; MALM O.;
JAPENGA J. DDT in soil, river sediment, and fish in the Amazon in Brazil.
Environment Research, v.88, p.134-139, 2002.
40.
VIEIRA, E.D.R.; TORRES, J.P.M.; MALM, O. DDT environment persistence from
its use in a vector control program: a case study. Environment Research, v.86,
p.174-182, 2001.
41.
KEARNEY J.P.; COLE D.C.; FERRON L.A.; WEBER J.P. Blood PCB, p,p’-DDE,
and Mirex levels in Great Lakes Fish and Waterfowl Consumer in two Ontario
Communities. Environment Research, v.80, p.138-149, 1999.
42.
MANIRAKIZA P.; COVACI A.; NIZIGIYMANA L.; NTAKIMAZI G.;
SCHEPENS P. Persistent chlorinated pesticides and polychlorinated biphenyls
in selected fish species from lake Tanganyika, Burundi, Africa. Environmental
Pollution, v.117, p.447-455, 2002.
43.
MORMEDE S.; DAVIES I.M. Polychlorobiphenyl and pesticide residues in
monkfish Lophius piscatorius and black soabbard Aphanopus carbo from the
Rockall Trough. ICES – Journal of Marine Science, v.58, p.725-736, 2001.
44.
FRYER R.J.; NICHOLSON M.D. Using smoothes for comprehensive assessment
of contaminant time series in marine biota. ICES – Journal of Marine
Science, v.56, p.779-790, 1999.
100
45.
WU W.Z.; ZHANG Q.H.; SCHRAMM K.W.; XU Y.; KETTRUP A. Distribution,
transformation, and long-term accumulation of polychlorinated, dibenzo-pdioxins, and dibenzofurans in different tissues of fish and piscivorous birds.
46.
RUDDOCK P.J.; BIRD D.J.; MCCALLEY D.V. Bile metabolites of polycyclic
aromatic hydrocarbons in three species of fish from the Severn Estuary.
47.
SERICANO J.L.; BROOKS J.M.; CHAMP M.A.; KENNICUTT 2º M.C.;
MAKEIEV V.V. Trace contaminants concentrations in the Kara Sea and
adjacent rivers Russia. Marine Pollution Bulletin, v.42, n.11, p.1017-1030,
2001.
48.
STANGE K.; KLUNGSOYR J. Organochlorine contaminants in fish, and
polycyclic aromatic hydrocarbons in sediments from the Barents Sea. ICES –
Journal of Marine Science, v.54, p.318-332, 1997.
49.
PANDIT GG.; MOHAN RAO A.M.; JHA S.K.; KRISHNAWORTHY T.M.;
KALE S.P.; RAGHY K.; MURTHY N.B.K. Monitoring of organochlorine
pesticide residues in the Indian marine environment. Chemosphere, v.44,
p.301-305, 2001.
50.
FAVARI L.; LÓPEZ E.; MARTINEZ-TABCHE L.; DIAZ-PARDO E. Effect of
Insecticides on Plankton and Fish of Ignacio Ramirez Reservoir (Mexico): A
Biochemical and Biomagnification Study. Ecotoxicology and Environmental
Safety, v.51, p.177-186, 2002.
51.
DATTA S.; OHYAMA K.; DUNLAP D.Y.; MATSUMURA F. Evidence for
organochlorine contamination in tissues of salmonids in Lake Tahoe.
52.
CHAN H.M.; EL KHOURI M.; SEDGEMORE M.; SEDGEMORE S.;
KUHNLEIN H.V. Organochlorine pesticides and polychlorinated biphenyls
congeners in ooligan grease: a traditional food fat of British Columbia First
Nations. Journal of Food Composition and Analysis, v.9, p.32-42, 1996.
53.
BERGLUND O.; LARSSON P.; EWALD G.; OKLA L. Influence of trophic status
on PCB distribution in lake sediments and biota. Environmental Pollution,
v.113, p.199-210, 2000.
54.
AHMED M.T.; LOUTFY N.; EL SHIEKH E. Residue levels of DDE and PCBs in
the blood serum of women in the Port Said region of Egypt. Journal of
Hazardous Materials, v.89, p.41-48, 2002.
101
55.
NAKATA H.; KANNAN K.; JING L.; THOMAS N.; TANABE S.; GIESY J.P.
Accumulation pattern of organochlorine pesticides and polychlorinated
biphenyls in southern sea otters (Enhydra lutris nereis) found stranded along
coastal California USA. Environmental Pollution, v.103, p.45-83, 1998.
56.
CHAN H.M.; CHAN K.M.; DICKMAN M. Organochlorines in Honk Kong Fish.
Marine Pollution Bulletin, v.39, p.346-351, 1999.
57.
KROGH M.; SCANES P. Organochlorine compounds and trace metal contaminants
in fish near Sydney’s Ocean Outfalls. Marine Pollution Bulletin, v.33, p.213225, 1996.
58.
FERNANDEZ M.A.; ALONSO C.; GONZÁLEZ M.J.; HERNÁNDEZ L.M.
Occurrence of organochlorine insecticides, PCBs, and PCBs congeners in water
and sediments of the Ebro River (Spain). Chemosphere, v.38, p.33-43, 1999.
59.
KIM J.H.; SMITH A. Distribution of organochlorine pesticides in soils from South
Korea. Chemosphere, v.43, p.137-140, 2001.
60.
LEAD W.A.; STEINNES E.; BACON J.R.; JONES K.C. Polychlorinated biphenyls
in U.K. and Norwegian soils: spatial and temporal trends. The Science of Total
Environment, v.193, p.229-236, 1997.
61.
KOKAN A.; PETRIK J.; JURSA S.; CHOVANCOVA J.; DROBNA B.
Environmental contamination with polychlorinated biphenyls in the area of
their former manufacture in Slovakia. Chemosphere, v.43, p.595-600, 2001.
62.
MONIRITH I.; NAKATA H.; TANABE S.; TANA T.S. Persistent organochlorines
residues in marine and freshwater fish in Cambodia. Marine Pollution
Bulletin, v.38, p.604-612, 1999.
63.
VENKATESAN M.I.; DE LEON R.P.; VAN GEEN A.; LUOMA S.N. Chlorinated
hydrocarbon pesticides and polychlorinated biphenyls in sediment cores from
San Francisco Bay. Marine Chemistry, v.64, p.85-97, 1999.
64.
XU S.; JIANG X.; DONG Y.; SUN C.; FENG J.; WANG L.; MARTENS D.;
GAWLIK B.M. Polychlorinated organic compounds in Yangtze River
sediments. Chemosphere, v.41, p.1893-1903, 2000.
65.
CLESCERI L.S., GREENBERG A.E., EATON A.D., FRANSON M.A.H. eds.
Standard Methods for the examination of water and wastewater. 20.ed.
Washington DC. American Public Health Association, American Water Works
Association, American Water Environment Federation, 1998. p.10-110.
102
66.
COMPANHIA DE TECNOLOGIA DE SANEAMENTO AMBIENTAL, água, rios
e reservatórios: informações. Disponível em: <
http://www.cetesb.sp.gov.br/Agua/rios_informacoes.htm>. Acesso em: 3 de
setembro de 2002.
67.
PERNA, Sônia Aparecida. Estudo morfofuncional das brânquias e do aparelho
ventilatório de cascudo, Hypostomus plecostomus (TELEOSTEI
LORICARIIDAE). Aspectos adaptativos e morfológicos. São Carlos, 1991.
100p. Dissertação (Mestrado) - Departamento de Ecologia e Biologia
Evolutiva, Universidade Federal de São Carlos.
68.
CURTIS H. Biologia, 2.ed. Rio de Janeiro, Guanabara, 1977. 964p.
69.
MORANDINI C. Zoologia, 3.ed. São Paulo, Nobel, 1969. v.3. 180p.
70.
HEATH A.G. Water Pollution and Fish Physiology, Boca Raton, CRC, 1987.
120p.
71.
SILVA, Fernando Carvalho. Desenvolvimento para análises de agrotóxicos
organofosforados e organoclorados em água e solo utilizando as técnicas de
extração MEFS, EFS e análises por CG/DNF, CG/DSM. Belo Horizonte,
2002. 248p. Tese (Doutorado) – Departamento de Química, Universidade
Federal de Minas Gerais..
72.
SANTOS, Sônia dos. Determinação de PCBs em ambiente lacustre. São Carlos,
2000. 90p. Dissertação (Mestrado) - Instituto de Química de São Carlos,
Universidade de São Paulo.
73.
FLORISIL. Disponível em: <http://www.u-s-silica.com/florisil.htm>. Acesso em:
25 de março de 2003.
74.
FLORISIL. Disponível em:
<http://www.mallchem.com/msds/englishhtml/F2546.htm>. Acesso em: 25 de
março de 2003.
75.
DÓREA H.S.; LANÇAS F.M. MSPD – técnica moderna para extração de
resíduos de pesticidas. Caderno UFS – Química e meio ambiente. São
Cristóvão. 2000. p.7-19.
76.
SKOOG D.A.; HOLLER F.J.; NIEMAN T.A. Princípios de análise instrumental.
5.ed. Porto Alegre, Bookman, 2002. 836p.
103
77.
COLLINS H.C.; BRAGA B.L.; BONATO P.S. Introdução a métodos
cromatográficos. Campinas, Ed. Unicamp, 1997. 279p.
78.
LANÇAS, F.M. Cromatografia em fase gasosa. São Carlos, Acta, 1993. 240p.
79.
DOMINGOS, Mário Donizetti. Limnologia do rio Betari (Iporanga-SP) e a
relação com o estado de conservação de sua bacia hidrográfica – subsídios
para o desenvolvimento sustentável. São Carlos, 2002. 272p. Tese
(Doutorado) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo.
80.
GEOMORFOLOGIA E RELEVO (Betari). Disponível em:
<http://www.betary.com.br/aberto/petar/geologia.htm>. Acesso em: 28 de
agosto de 2003.
81.
GEOGRAFIA, HISTÓRICO E O PARQUE (Betari). Disponível em:
<http://www.betary.com.br/aberto/petar/geografia.htm>. Acesso em 28 de
agosto de 2003.
82.
GODOY M.D. Peixes do Brasil. Pirassununga, EDUSP,1975, 216p.
83.
JUSTI, Álvaro José. Caracterização cariotípica de populações de Astyanax
fasciatus (Cuvier, 1819), pisces, characidae, em três bacias hidrográficas.
São Carlos, 1993. 83p. Dissertação (Mestrado) - Departamento de Ecologia e
Biologia Evolutiva, Universidade Federal de São Carlos.
84.
SILVA, Marta Santos da. Crescimento, reprodução estrutura populacional de
Astyanax Bimaculatus e Astyanax fasciatus da represa do Lobo –SP –
aspectos quantitativos. São Carlos, 1991. 106p. Dissertação (Mestrado) Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva, Universidade Federal de São
Carlos.
85.
SHIBATTA, Oscar Akio. Estudo comparativo ao nível intra-especifico de
Salminus hilarii, Pimelodus cf. maculatus, Leporinus cf. elongatus e
Eigenmannia cf. virescens (Pisces, Ostrariophysi) das bacias do Alto
Paraná e São Francisco, através da análise morfométrica multivariada. São
Carlos, 1992. 78p. Dissertação (Mestrado) - Departamento de Ecologia e
Biologia Evolutiva, Universidade Federal de São Carlos.
86.
Glossary of Terms Relating to Pesticides. Internet, 2002. Disponível em
<http://www.iupac.org/reports/1996/6805holland/l1.html>. Acesso em: 6 de
setembro de 2002.
87.
DEL GRANDE, Marcelo. Determinação de compostos organoclorados,
pentaclorofenol, hexaclorobenzeno e bifenilas policloradas em água,
104
sedimento e peixes da bacia do rio Piracicaba/SP. São Carlos, 2001. 107p.
Dissertação (Mestrado) - Instituto de Química de São Carlos, Universidade de
São Paulo.
88.
RESOLUÇÃO CONAMA nº 20. Disponível em <
http://www.mma.gov.br/port/conama/index.cfm>. Acesso em: 7 de outubro de
2003.
89.
STEFANELLI P.; DI MUCCIO A.; FERRARA F.; BARBINI D.A.; GENERALI
T.; PELOSI P.; AMENDOLA G.; VANNI F.; DI MUCCIO S.; AUSILI A.
Estimation of intake of organochlorine pesticides and chlorobiphenyls through
edible fishes from the Italian Adriatic Sea. Food control, 2003. /No prelo/.
90.
CALHEIROS, Débora Fernandes. Ecotoxicologia de compostos organoclorados
persistentes em um ecossistema eutrófico: represa de Barra Bonita – SP.
São Carlos, 1993. 198p. Dissertação (Mestrado) - Escola de Engenharia de São
Carlos. Universidade de São Paulo.
91.
FOOD AND DRUG ADMINISTRATION - FDA. Guidelines and compliance
research branch. USA action levels for poisonous or deleterious substances in
human food and animal feed. New York, FDA, 1978. 17p.
92.
U.S. ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY - PCBs: toxicity. Disponível
em:
<http://www.epa.gov/region5/superfund/ecology/html/toxprofiles.htm#pcbs>.
Acesso em: 6 de outubro de 2003.
93.
U.S. ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY. Disponível em:
<http://www.epa.gov/ogwdw000/dwh/c-soc/hexachlo.html>. Acesso em: 21 de
julho de 2003.
105
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS
v
LISTA DE TABELAS
viii
LISTA DE ABREVIATURAS
x
RESUMO
xi
ABSTRACT
xii
1. INTRODUÇÃO
1
1.1. PESTICIDAS ............................................................................................................................... 2
1.1.1. HISTÓRIA DOS PESTICIDAS ...................................................................................................... 3
1.1.2. PROBLEMAS NO USO DOS PESTICIDAS ..................................................................................... 3
1.1.3. PESTICIDAS CLORADOS ........................................................................................................... 4
1.1.3.1. Hexaclorobenzeno (HCB) .............................................................................................. 4
1.1.3.2. Hexaclorocicloexanos (HCHs) ...................................................................................... 5
1.2. BIFENILAS POLICLORADAS (PCBS)................................................................................... 7
1.2.1. HISTÓRICO.............................................................................................................................. 7
1.2.2. PRODUÇÃO DOS PCBS ............................................................................................................ 9
1.2.3. PROPRIEDADES E USOS DOS PCBS .......................................................................................... 9
1.2.4. OCORRÊNCIA DOS PCBS NO AMBIENTE .................................................................................. 9
1.2.4.1. PCBs nos seres vivos ................................................................................................... 11
1.2.5. EFEITOS TÓXICOS DOS PCBS ................................................................................................ 11
1.2.6. CONGÊNERES DE PCBS ESTUDADOS ..................................................................................... 11
i
1.3. DETERMINAÇÃO DE PESTICIDAS E PCBS NO AMBIENTE........................................ 13
1.4. AMOSTRAGEM – MATRIZES AMBIENTAIS ................................................................... 16
1.4.1. PARÂMETROS AMBIENTAIS DA ÁGUA.................................................................................... 16
1.4.1.1. Condutividade.............................................................................................................. 16
1.4.1.2. Oxigênio dissolvido (OD) ............................................................................................ 17
1.4.1.3. pH ................................................................................................................................ 17
1.4.1.4. Temperatura................................................................................................................. 17
1.4.1.5. Turbidez ....................................................................................................................... 18
1.4.2. MATRIZ ESTUDADA I – INSETOS AQUÁTICOS ........................................................................ 19
1.4.2.1. Importância dos insetos aquáticos em análises ambientais......................................... 20
1.4.3. MATRIZ ESTUDADA II – PEIXES ............................................................................................ 21
1.4.3.1. Importância dos peixes como bioindicadores: entrada e acumulação de contaminantes
................................................................................................................................................................ 22
1.4.3.2. Biotransformação dos contaminantes no organismo do peixe..................................... 25
1.5. EXTRAÇÃO DOS ANALITOS DAS MATRIZES ................................................................ 27
1.6. “CLEAN-UP” ............................................................................................................................ 29
1.7. DETERMINAÇÃO CROMATOGRÁFICA........................................................................... 30
1.7.1. CONCEITO ............................................................................................................................ 30
1.7.2. PROCESSO DE SEPARAÇÃO .................................................................................................... 30
1.7.3. CROMATOGRAFIA EM FASE GASOSA ..................................................................................... 31
1.7.4. DETECÇÃO POR CAPTURA DE ELÉTRONS ............................................................................... 32
1.8. ÁREA DE ESTUDO – BACIA DO RIO BETARI, VALE DO RIBEIRA-SP ..................... 34
1.8.1. ALTO VALE DO RIBEIRA ....................................................................................................... 34
1.8.2. RIO BETARI: CARACTERÍSTICAS FÍSICAS ............................................................................... 35
1.8.3. ASPECTOS CLIMÁTICOS E FITOGEOGRÁFICOS DA REGIÃO ..................................................... 36
1.8.4. HISTÓRICO DA OCUPAÇÃO HUMANA NO ALTO VALE DO RIBEIRA ........................................ 39
1.8.5. PARQUE ESTADUAL TURÍSTICO DO ALTO RIBEIRA (PETAR)............................................... 42
1.8.6. SITUAÇÃO SÓCIO-ECONÔMICA ATUAL DA POPULAÇÃO (BAIRRO DA SERRA) ........................ 42
2. OBJETIVOS
45
3. EXPERIMENTAL
46
ii
3.1. AMOSTRAGEM ....................................................................................................................... 46
3.1.1 PONTOS DE COLETA ............................................................................................................... 46
3.1.2. DETERMINAÇÃO DOS PARÂMETROS AMBIENTAIS DA ÁGUA (IN SITU) ................................... 49
3.2. MATERIAL BIOLÓGICO ANALISADO.............................................................................. 50
3.2.1. HYPOSTOMUS (CASCUDO) .................................................................................................... 50
3.2.2. ASTYANAX (LAMBARI) ......................................................................................................... 51
3.2.3. PIMELODUS (MANDI) ............................................................................................................ 52
3.2.4. CORYDORAS (SARRO OU SARRINHO)..................................................................................... 53
3.2.5. INSETOS AQUÁTICOS............................................................................................................. 54
3.3. MATERIAL E REAGENTES.................................................................................................. 56
3.3.1. REAGENTES .......................................................................................................................... 56
3.3.2. LIMPEZA DO MATERIAL ........................................................................................................ 56
3.3.3. SOLUÇÕES PADRÃO .............................................................................................................. 57
3.4. MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO ............................................................. 58
3.4.1. LINEARIDADE DOS COMPOSTOS ............................................................................................ 58
3.4.2. SENSIBILIDADE: LIMITE DE DETECÇÃO (LOD) E LIMITE DE QUANTIFICAÇÃO (LOQ)............ 58
3.4.3. AVALIAÇÃO DO MÉTODO ...................................................................................................... 59
3.4.3.1. Recuperação do método para a extração dos analitos em insetos aquáticos .............. 59
3.4.3.2. Recuperação do método para a extração dos analitos em peixes................................ 59
3.4.4. EXTRAÇÃO DOS ANALITOS DAS MATRIZES ............................................................................ 60
3.4.5. DETERMINAÇÃO DO TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES ....................................... 60
3.4.6. TRATAMENTO ÁCIDO E “CLEAN-UP” .................................................................................... 60
3.4.7. DETERMINAÇÕES CROMATOGRÁFICAS ................................................................................. 61
3.4.8. ANÁLISE ESTATÍSTICA DOS DADOS OBTIDOS......................................................................... 62
3.4.9. DESCARTE DOS RESÍDUOS..................................................................................................... 63
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
63
4.1. AVALIAÇÃO DO MÉTODO DE EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO ............................. 64
4.1.1. CURVAS ANALÍTICAS DOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS ESTUDADOS .............................. 64
4.1.2. SENSIBILIDADE ..................................................................................................................... 68
4.1.3. EFICIÊNCIA DO MÉTODO (RECUPERAÇÃO) ............................................................................ 68
4.2. COLETA DAS AMOSTRAS E BIOMETRIA ....................................................................... 71
iii
4.2.1. DESCRIÇÃO GERAL ............................................................................................................... 71
4.2.2. MEDIDA DOS PARÂMETROS AMBIENTAIS DA ÁGUA (CONDUTIVIDADE. OD, PH,
TEMPERATURA E TURBIDEZ) NOS PONTOS DE COLETA .................................................................................. 72
4.2.3. BIOMETRIA DO MATERIAL BIOLÓGICO COLETADO ................................................................ 74
4.3. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS ..................... 80
4.3.1. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DO PONTO A (RIO BETARI) . 80
4.3.2. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DO PONTO B (RIO ALAMBARI)
..................................................................................................................................................................... 81
4.3.3. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DO PONTO C (CÓRREGO DO
FRIA) ............................................................................................................................................................ 82
4.3.4. COMPARAÇÃO DOS RESULTADOS POR PONTO DE ESTUDO ..................................................... 84
4.3.5. COMPARAÇÃO DOS RESULTADOS POR GÊNEROS DE PEIXES COLETADOS ............................... 85
4.3.6. COMPARAÇÃO DOS RESULTADOS EM RELAÇÃO AOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS
ESTUDADOS .................................................................................................................................................. 87
5. CONCLUSÕES
89
PERSPECTIVAS DE TRABALHOS FUTUROS
91
ANEXOS
92
ANEXO I: PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS E NOMES COMERCIAIS DOS
COMPOSTOS ESTUDADOS ....................................................................................................................... 93
ANEXO II: CROMATOGRAMAS ................................................................................................ 96
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
iv
96
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1. ESTRUTURA QUÍMICA DO HEXACLOROBENZENO (HCB)..................................................................... 5
FIGURA 2. ESTRUTURA QUÍMICA DOS ISÔMEROS DE HEXACLOROCICLOEXANO (HCH) ESTUDADOS. A: ISÔMERO
. B: ISÔMERO . ....................................................................................................................................... 6
FIGURA 3. ESTRUTURA QUÍMICA BÁSICA DA BIFENILA........................................................................................ 8
FIGURA 4. CONGÊNERES DE PCBS ESTUDADOS NESTE TRABALHO.................................................................... 12
FIGURA 5. MAPA DO GLOBO TERRESTRE INDICANDO OS LOCAIS EM QUE SE RELATOU A PRESENÇA DE
COMPOSTOS ORGANOCLORADOS E DE OUTRAS CLASSES EM MATRIZES AMBIENTAIS DIVERSAS. .............. 14
FIGURA 6. FLUXO DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS DO AR PARA AMBIENTES AQUÁTICOS E SERES VIVOS. ... 15
FIGURA 7. PARTES MORFOLÓGICAS PRINCIPAIS DO CORPO DE UM INSETO......................................................... 19
FIGURA 8. PARTES MORFOLÓGICAS PRINCIPAIS DE UM PEIXE............................................................................ 21
FIGURA 9. NÚMERO DE ESPÉCIES DE PEIXES COMPARADO AO DE OUTROS VERTEBRADOS. ................................ 22
FIGURA 10. DIAGRAMA DAS POSSÍVEIS ROTAS DE CONTAMINAÇÃO PELA CORRENTE SANGÜÍNEA DE UM PEIXE.24
FIGURA 11. BIOACUMULAÇÃO E BIOMAGNIFICAÇÃO DE PCBS NA CADEIA ALIMENTAR AQUÁTICA DOS GRANDES
LAGOS. .................................................................................................................................................... 26
FIGURA 12. ESQUEMA DE UM EXTRATOR SOXHLET MOSTRANDO O REFLUXO DE SOLVENTE............................. 28
FIGURA 13. ESQUEMA DE “CLEAN-UP” DE EXTRATO REALIZADO COM ADSORÇÃO EM COLUNA. ....................... 29
FIGURA 14. MECANISMO DE SEPARAÇÃO CROMATOGRÁFICA DE UMA AMOSTRA COM TRÊS COMPONENTES. .... 31
FIGURA 15. PARTES PRINCIPAIS DO CROMATÓGRAFO EM FASE GASOSA............................................................ 32
FIGURA 16. ESQUEMA DE FUNCIONAMENTO DE UM DETECTOR DE CAPTURA DE ELÉTRONS (ECD). .................. 33
FIGURA 17. LOCALIZAÇÃO DO ALTO VALE DO RIBEIRA NO SUDOESTE DO ESTADO DE SÃO PAULO E MALHA
RODOVIÁRIA DA REGIÃO. ......................................................................................................................... 34
FIGURA 18. FOTO DO VALE DO BETARI NO SENTIDO NOROESTE - SUDESTE....................................................... 36
FIGURA 19. FOTO DO SATÉLITE LANDSAT DO RELEVO DA BACIA DO RIO BETARI APRESENTADA NO TRABALHO
DE DOMINGOS...................................................................................................................................... 38
FIGURA 20. ESQUEMA DA BACIA DO RIO BETARI COM OS PRINCIPAIS RIOS, CÓRREGOS E PONTOS DE COLETA DE
MATERIAL BIOLÓGICO.............................................................................................................................. 39
FIGURA 21. MAPA DA BACIA DO RIO BETARI (2000) CONTENDO A VEGETAÇÃO NATURAL, ZONAS AGRÍCOLAS E
CONCENTRAÇÃO POPULACIONAL, EXTRAÍDO DO TRABALHO DE DOMINGOS. ....................................... 41
v
FIGURA 22. MAPA DOS LIMITES DO PETAR CONTENDO OS PRINCIPAIS RIOS EM RELAÇÃO AO ESTADO DE SÃO
PAULO. .................................................................................................................................................... 42
FIGURA 23. GRÁFICO DA FAIXA ETÁRIA DA POPULAÇÃO DO BAIRRO DA SERRA, MUNICÍPIO DE IPORANGA. ..... 43
FIGURA 24. OCUPAÇÃO DA POPULAÇÃO ECONOMICAMENTE ATIVA DO BAIRRO DA SERRA, MUNICÍPIO DE
IPORANGA................................................................................................................................................ 43
FIGURA 25. FOTO DO PONTO A, EM CIMA DA PONTE. ........................................................................................ 47
FIGURA 26. FOTO DO PONTO A, NA MARGEM DIREITA. ..................................................................................... 47
FIGURA 27. FOTO DO PONTO B, SOBRE A PONTE. .............................................................................................. 48
FIGURA 28. FOTO DO PONTO C, CÓRREGO DO FRIA, SOB A ESTRADA, ANTES DA PONTE.................................... 48
FIGURA 29. APARELHO HORIBA WATER CHECKER U-10.................................................................................. 49
FIGURA 30. PERFIS DORSAL E LATERAL DO HYPOSTOMUS PLECOSTOMUS (CASCUDO)........................................ 50
FIGURA 31. PERFIL LATERAL DO ASTYANAX (LAMBARI)..................................................................................... 52
FIGURA 32. PERFIL LATERAL DO PIMELODUS (MANDI)...................................................................................... 53
FIGURA 33. PERFIL LATERAL DO CORYDORAS.................................................................................................... 54
FIGURA 34. FOTO DAS TRÊS ESPÉCIES DE INSETOS AQUÁTICOS COLETADAS. (A) E (C) HEMIPTERA GERINIDAE,
(B) COLEOPTERA GERRIDAE. .................................................................................................................. 55
FIGURA 35. PEIXES DO GÊNERO ASTYANAX (LAMBARI) FORNECIDOS PELO DE CENTRO DE AQÜICULTURA DE
JABOTICABAL - UNESP........................................................................................................................... 59
FIGURA 36. RESÍDUO DE TRATAMENTO ÁCIDO PROVENIENTE DAS AMOSTRAS DE PEIXES EXTRAÍDAS............... 61
FIGURA 37. CROMATÓGRAFO A GÁS HEWLETT-PACKARD 5890, SÉRIE II. ........................................................ 61
FIGURA 38. CURVA ANALÍTICA PARA O HCB.................................................................................................... 64
FIGURA 39. CURVA ANALÍTICA PARA O -HCH. ............................................................................................... 65
FIGURA 40. CURVA ANALÍTICA PARA O -HCH. ............................................................................................... 65
FIGURA 41. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-29. .............................................................................................. 66
FIGURA 42. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-50. .............................................................................................. 66
FIGURA 43. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-188. ............................................................................................ 67
FIGURA 44. CURVA ANALÍTICA PARA O PCB-200. ............................................................................................ 67
FIGURA 45. TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES DO PONTO A............................................................ 75
FIGURA 46. TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES DO PONTO B. ........................................................... 76
FIGURA 47. TEOR DE LIPÍDEOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES COLETADOS NO PONTO C. ....................................... 77
FIGURA 48. VALORES MÉDIOS DE TEOR DE LIPÍDEOS DAS AMOSTRAS DE PEIXES COLETADOS NOS TRÊS PONTOS
DE ESTUDO............................................................................................................................................... 77
FIGURA 49. MÉDIA DO TEOR DE LIPÍDEOS NA PARTE MUSCULAR E VÍSCERAS DAS AMOSTRAS DE PEIXES DOS
TRÊS PONTOS DE ESTUDO. ........................................................................................................................ 78
FIGURA 50. COMPARAÇÃO ENTRE OS PONTOS DE ESTUDO, PORCENTAGEM DE OC ANALISADOS QUE FORAM
DETECTADOS E CONCENTRAÇÃO QUANDO QUANTIFICADOS EM CADA PONTO. ......................................... 84
FIGURA 51. MÉDIA DAS CONCENTRAÇÕES DOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS EM CADA PARTE DO PEIXE. ... 85
vi
FIGURA 52. COMPARAÇÃO ENTRE A MÉDIA DO TEOR DE LIPÍDEOS NAS DIFERENTES PARTES DOS PEIXES
ESTUDADOS COM A MÉDIA DA CONCENTRAÇÃO DE OC ENCONTRADA EM CADA PARTE. ......................... 86
FIGURA 53. PORCENTAGEM DOS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS ENCONTRADOS........................................... 87
FIGURA 54. VALORES MÉDIOS DAS CONCENTRAÇÕES DOS COMPOSTOS HCB, -HCH E PCB-200. .................. 89
FIGURA 55. CROMATOGRAMA DA SOLUÇÃO PADRÃO CONTENDO OS COMPOSTOS ORGANOCLORADOS
ESTUDADOS. ............................................................................................................................................ 96
FIGURA 56. CROMATOGRAMA DO EXTRATO DA AMOSTRA DE ASTYANAX (CAU - JABOTICABAL), USADO COMO
BRANCO. .................................................................................................................................................. 96
vii
LISTA DE TABELAS
TABELA 1. TIPOS DE PESTICIDAS MAIS USADOS E RESPECTIVOS ORGANISMOS-ALVO. ......................................... 2
TABELA 2. PRODUÇÃO NACIONAL, IMPORTAÇÃO, EXPORTAÇÃO E CONSUMO APARENTE DE PESTICIDAS PELO
BRASIL ENTRE OS ANOS DE 1986 E 1990.................................................................................................... 3
TABELA 3. CONGÊNERES POSSÍVEIS DE PCBS, NÚMERO DE ISÔMEROS, MASSA MOLAR E PORCENTAGEM DE
CLORO PARA OS ISÔMEROS DE PCBS.
........................................................................................................ 7
TABELA 4. USOS DOS PCBS EM RELAÇÃO AO TIPO DE AROCLOR®. ................................................................... 10
TABELA 5. MATRIZES AMBIENTAIS ESTUDADAS E REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA. .............................................. 13
TABELA 6. BCF PARA ALGUNS PCBS EM PEIXES (DADOS A PARTIR DE DIVERSAS ESPÉCIES). ........................... 25
TABELA 7. PONTOS DE COLETA, RESPECTIVA LOCALIZAÇÃO E PROFUNDIDADE APROXIMADA DO CORPO D’ÁGUA.
................................................................................................................................................................ 46
TABELA 8. REAGENTES E PADRÕES UTILIZADOS NESTE TRABALHO E RESPECTIVA PROCEDÊNCIA..................... 56
TABELA 9. VALORES DE LOD E LOQ OBTIDOS PARA OS COMPOSTOS ESTUDADOS........................................... 68
TABELA 10. PORCENTAGEM DE RECUPERAÇÃO DOS ANALITOS EM DIFERENTES CONCENTRAÇÕES E RESPECTIVOS
DESVIOS PADRÃO, DESVIO PADRÃO RELATIVO E MÉDIA, PARA O MÉTODO DE EXTRAÇÃO EM INSETOS
AQUÁTICOS. ............................................................................................................................................. 69
TABELA 11. PORCENTAGEM DE RECUPERAÇÃO DOS ANALITOS EM DIFERENTES CONCENTRAÇÕES E RESPECTIVOS
DESVIOS PADRÃO, DESVIO PADRÃO RELATIVO E MÉDIA, PARA O MÉTODO DE EXTRAÇÃO EM PEIXES....... 70
TABELA 12. VALORES ACEITÁVEIS NA RESOLUÇÃO Nº 20 DO CONAMA PARA OD, PH E TURBIDEZ............... 72
TABELA 13. VALORES DOS PARÂMETROS AMBIENTAIS DA MEDIDOS NOS PONTOS DE COLETA.......................... 73
TABELA 14. NOMES SISTEMÁTICOS DOS INSETOS AQUÁTICOS COLETADOS NO PONTO C, NÚMERO DE
EXEMPLARES COLETADOS E COMPRIMENTO MÉDIO.................................................................................. 74
TABELA 15. NÚMERO DE EXEMPLARES DE PEIXES COLETADOS E DADOS BIOMÉTRICOS. ................................... 74
TABELA 16. CONCENTRAÇÃO DE CONTAMINANTES ORGANOCLORADOS NAS AMOSTRAS DOS PEIXES DO PONTO
A. T = 95%. ............................................................................................................................................. 80
TABELA 17. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS QUANTIFICADOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES DO
PONTO B. T =
95%. .................................................................................................................................. 82
TABELA 18. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS QUANTIFICADOS NAS AMOSTRAS DE INSETOS
AQUÁTICOS COLETADOS NO PONTO C. ..................................................................................................... 83
viii
TABELA 19. RESÍDUOS DE COMPOSTOS ORGANOCLORADOS QUANTIFICADOS NAS AMOSTRAS DE PEIXES
COLETADOS NO PONTO C. T =
95%. ......................................................................................................... 83
TABELA 20. PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DO HCB.................................................................................... 93
TABELA 21. PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DO -HCH. ............................................................................... 94
TABELA 22. PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DE ALGUMAS FORMULAÇÕES DE AROCLOR®............................. 95
TABELA 23. NOMES COMERCIAIS DOS COMPOSTOS ESTUDADOS. ...................................................................... 95
ix
LISTA DE ABREVIATURAS
ABNT: Associação Brasileira de Normas Técnicas.
BCF: fator biológico de concentração.
CAU: Centro de Aqüicultura da UNESP.
CONAMA: Conselho Nacional do Meio Ambiente.
DDT: Diclorodifeniltricloroetano.
ECD: detector de captura de elétrons.
GC: cromatografia em fase gasosa.
HCB: hexaclorobenzeno.
HCH: hexaclorocicloexano.
IUPAC: União Internacional de Química Pura e Aplicada.
LOD: limite de detecção.
LOQ: limite de quantificação.
ND: não detectado.
OC: organoclorados.
OD: oxigênio dissolvido.
PCBs: bifenilas policloradas.
PETAR: Parque Estadual Turístico do Alto Ribeira.
pH: potencial hidrogeniônico.
Sd: desvio padrão.
SEMA: Secretaria Estadual do Meio Ambiente.
Srel: desvio padrão relativo.
U.S. EPA: Agência de Proteção Ambiental dos Estados Unidos da América.
x
RESUMO
Compostos organoclorados são poluentes presentes em todas as regiões do mundo.
Neste trabalho realizou-se a determinação de compostos organoclorados (pesticidas e
bifenilas policloradas) em amostras de insetos aquáticos e peixes dos rios da bacia do
Betari, município de Iporanga, SP. A região possui áreas da Mata Atlântica remanescente
do estado de São Paulo e unidades de conservação destinadas ao ecoturismo. Porém, existe
a utilização de algumas destas áreas para o cultivo agrícola e houve, ainda, o incremento
populacional devido ao turismo, o que pode gerar possíveis impactos à vida aquática. O
método de extração dos compostos analisados (HCB, -HCH, -HCH, PCB-29, PCB-50,
PCB-188 e PCB-200) das matrizes foi feito por aparelho de Soxhlet por oito horas,
utilizando-se 150 mL de hexano como solvente. A seguir, realizou-se tratamento ácido com
H2SO4 para remoção de lipídeos em peixes e uma etapa de “clean-up” (Na2SO4 anidro e
Florisil®) para a remoção de outros interferentes. Os extratos foram injetados em
cromatógrafo a gás Hewlett-Packard 5890 Serie II com detector de captura de elétrons. A
metodologia utilizada para a extração e quantificação dos compostos organoclorados, HCB,
HCHs e PCBs mostrou-se satisfatória, com índices de recuperação e desvio padrão relativo
dentro da faixa de valores aceita internacionalmente. Foram estudados três pontos de coleta
(rio Betari, rio Alambari e córrego do Fria). Não se detectou qualquer contaminante nas
amostras de insetos aquáticos. HCB, -HCH e PCB-200 foram detectados nas amostras de
peixes dos três pontos em altas concentrações (4, 42, 36 ng g-1 em média, respectivamente).
Verificou-se que a distância da área povoada e o teor de lipídeos têm influência na
contaminação por compostos organoclorados nas amostras de peixes coletados.
xi
ABSTRACT
Organochlorine compounds are pollutants widely present around the world. In this
work organochlorine compounds (pesticides and polychlorinated biphenyls) have been
determined in aquatic insects and fish samples from rivers of Betari basin, city of Iporanga,
state of São Paulo, Brazil. The region has areas of remaining Atlantic Forrests of the state
of São Paulo and areas of conservation destined for the ecotourism. However, there is the
use of some of these areas for the agriculture and a population increase related to the
tourism, that can generate possible impacts on the aquatic life. The extraction method of
analysed compounds (HCB, -HCH, -HCH, PCB-29, PCB-50, PCB-188 e PCB-200) from
the matrixes has been performed in a Soxhlet apparatus for eight hours using 150 mL
hexane as the extractor solvent. Acid addiction using H2SO4 for lipid removing from fish
samples, clean-up step for other interfering material removing (using Florisil® with
anhydrous Na2SO4). The sample extracts have been injected in a gas chromatograph
Hewlett-Packard 5890 Series II, electron capture detection. The used method for
organochlorine compounds HCB, HCHs e PCBs extraction and quantification has shown
validated results with recoveries and standard deviation values accepted internationally.
Three points of study have been analysed (Betari river, Alambari river, and Fria stream).
No pollutant has been detected in aquatic insect samples. HCB, -HCH, and PCB-200 have
been detected in the fish samples from the three points of study in higher levels (averages:
4, 42, 36 ng g-1). It has been verified that the distance of the populated area and the lipid
levels have influence on the contamination by organochlorine compounds in collected fish
samples.
xii

Mauricio Tardivo

Transcrição

Documentos relacionados

processamento de pescado

DIVERSIDADE E ESTRUTURAÇÃO GENÉTICA DO PEIXE ANUAL

Curso de Aquarismo Básico

Com uma mensagem de otimismo, embora reconhecendo o

Estimativa da Energia de Produtores e Consumidores - Peld

I.R. Avanzi, L.H.Gracioso, M.P.G. Baltazar, E.A. Perpetuo, C.A.O.

informação antes aquisição fish spa

MANUAL DE TREINAMENTO RSDISCUS

Tabela oficial de Medidas para Captura de Peixes

250 Criação do robalo-peva (Centropomus parallelus) submetido a